L. (E). algerinus Luc. (Fréjus

* L.{(s. s.) oblongus Dej. (trois grottes pyrénéennes, voir p. 108).

* Anlisphodrus Boldortii Dod. (Grotte « Bucco del Frate » Alpes italiennes) envoi de M. L. Bo- DORI.

* Ceulhosphodrus navurricus Vuill.

(Grotte d'Oxibar supérieure, Basses-P yrénées).

Tenebrionidæ.

T'enebrio molitor L. (Paris).

Pimelia sulcala Geoffr. (Fréjus).

* Slenosis angustala Herbst. (Fréjus). Dichillus minuta Latr. (Fréjus).

ORTHOPTERA.

Phasgonuridæ.

Tylopsis thymifoliu Petagna (Fré- Jus, Var).

T'achycines asynamorus Adel. (Serres de Vichy).

* Dolichopoda palpata Azami Saul-

cy (grotte de Saint-Nazaire en Royans, Drôme).

Gryllidæ.

Gryllus domesticus L. (élevages de Mile Cousin à Paris).

Œcanthus pellucens Scop. (Fréjus).

Arachnocephalus Yersini Sauss:

(Fréjus).

Locustidæ.

* Schistocerca gregaria Forsk. (élevages du Muséum de Paris).

HEMIPTERA.

Notonecta maculata Fab. (Bassins du Muséum).

DrpTERA.

Drosophila melanogaster Meig., yeux normaux et «bar » (Paris).

Lucilia Gæsar L. (Paris).

HYMENOPTERA.

Formicidæ.

Ponera Eduardi Forel Q cf‘ (Fréjus).

* Myrmecina graminicola Latr. $ G' (La Chapelleen Vercors, Drôme).

* Solenopsis fugax Latr. $ (La Chapelle-en-Vercors).

Cremastogaster A uberti Em. & G' (Fréjus).

Tapinoma erraticum Latr., subsp.

nigerrimum Nyl. $ (Fréjus).

Bothriomyrmex meridionalis Roger & (Fréjus). ;

Dendrolasius fuliginosus Latr. $ (Fontainebleau).

* Formicina (= Lasius) flava F.

(Orédon, Hautes-Pyrénées, à 1.800 m.).

MORPHOGÉNÈSE DES YEUX COMPOSÉS D'ARTHROPODES ÿ

20 Technique.

Je décrirai successivement les méthodes de mesure, la numération des facettes, et la technique histologique (‘).

a. Mesure des longueurs d’organes.

Cette opération s'effectue au compas pour les pièces dépassant 5 millimètres de long, et à l'oculaire micrométrique pour les pièces plus petites. Autant que possible, les individus à chitine trop molle ou atteints de déformations parasitaires sont éliminés. La précision de telles mesures atteint 1 à 3 0/0 suivant la définition

des bords de l'objet.

b. Mesure des dimensions cellulaires.

Suivant leur âge ou suivant les compressions locales, les ommatidies varient très notablement selon les diverses zones d’un même œil. Par exemple, dans un œil de Grillon domestique (voir p. 44) le diamètre des facettes et de la rétinule peut passer du simple au double. II convient donc, pour les comparaisons entre stades d’un mème animal ou entre espèces différentes, de bien choisir chaque fois la même région oculaire. Pratiquement, je donne toujours, sauf indication contraire, les tailles des éléments les plus âgés, correspondant aux premières facettes parues au début du développement : ces ommatidies, presque toujours les plus larges de l’œil, se trouvent souvent dans la zone postéro-dorsale par rapport à l'individu observé. Seules les facettes régulièrement hexagonales ou carrées sont utilisées.

Quant aux ommatidies elles-mêmes, leur rigidité normale est rarement suffisante pour autoriser des mesures sur l’œil non apprêté : en pratique, il convient de fixer légèrement les yeux dans

(:) Toutes les mesures cellulaires et toutes les numérations de facettes ont été effectuées par moi-même. Je dois à Mlle M. Naccorre, puis à M. Lominskt, une grande partie des mesures d'organes et des préparations histologiques. De plus, Mlles Mizcon et NAGeorTE ont achevé à l’encre quelques-uns de mes dessins et graphiques (notamment graphiques de croissance, et pl. V et VI).

une solution physiologique (sel marin à 9/1000 ou liquide de Ringer) contenant 1 à 2 o/o de formol. Au bout de quelques heures, les cellules sont raidies, et la simple dilacération sous le binoculaire sépare les ommatidies en bouquets faciles à examiner. Sur l’œil de Leander et sur celui de T'enebrio, j'ai constaté que ce procédé ne change guère les dimensions des cellules vivantes : par rapport à celles-ci, les différences observées sont de l’ordre des erreurs de mesure, soit au plus 1/60. Les Crustacés conservés en totalité dans l’eau de mer formolée constituent encore un assez bon matériel pendant les quinze premiers jours.

Dans la plupart des cas, il n’est possible de mesurer ainsi que les dimensions externes du cône cristallin et de la rétinule. L’épaisseur de la cornée se mesure au microscope sur un œil fendu au rasoir. Parfois, comme chez Macropodia (fig. 1), les ommatidies, larges et peu pigmentées, laissent voir les cellules sécrétrices, les noyaux, et même les stries du rhabdome.

On trouvera dans ce travail diverses évaluations de volumes. En principe, la rétinule et la cornéule peuvent très souvent se ramener à des troncs de pyramide, les noyaux à des ellipsoïdes. J'ai supposé dans mes calculs les sections basale et distale de la rétinule hexagonales. Le cristallin est pratiquement une pyramide tronquée chez les Crustacés, un cône de révolution chez les Insectes : les approximations ainsi faites suffisent pour établir les importants changements de volume constatés au cours de la croissance, ou les différences notables entre espèces. Le volume total de l'œil est assimilé à celui d’un nombre d’ommatidies moyennes égal à celui des facettes.

c. Mesure et numération des facettes.

Il est très facile de mesurer les facettes en détachant un fragment de la cornée. Leur forme est généralement hexagonale : si / est la distance entre deux côtés parallèles (*), la surface de l’hexa-

LL EE gone est égale à —— .

Dans l’œil composé proprement dit, toutes les ommatidies possè-

(t) Le « diamètre » des facettes, coté sur les tableaux numériques de ce travail, correspond à la distance entre deux bords parallèles,

dent le même nombre de cellules : d’où l'intérêt du nombre des facettes pour l’étude biométrique. Au cours du chapitre sur la croissance (p. 4o), nous verrons que la majorité des auteurs se sont bornés à évaluer ce nombre, soit en supposant la surface oculaire hémisphérique et en la rapportant à celle d’une facette moyenne, soit en dessinant à la chambre claire des fragments de l'œil et en évaluant leur surface par pesée du carton. Ces estimations ne valent que pour les yeux de forme simple, à facettes peu variables. Or, seuls quelques yeux d’Arthropodes répondent à cette condition, et ce sont presque toujours des organes de petite taille, comme ceux des Coléoptères Carabiques, des ouvrières de Fourmis, et de quelques Crustacés comme la Galathée décrite, p. 70. Dans les autres cas, l’œil est réniforme et ses facettes sont de largeur très inégale. Il convient alors d'effectuer leur numération directe :

Cette opération, après quelques semaines de pratique, se montre beaucoup moins longue et fastidieuse qu’on ne pourrait le supposer. L’œil est détaché à l’aide d’un fin scalpel, ce qui est facile chez les Crustacés et chez les Insectes à métamorphoses complètes : ces derniers possèdent autour de l’œil une capsule interne chitineuse qui se sépare aisément. Seuls les Insectes à croissance progressive offrent sur le bord néoformé de l’œil une zone très fragile, à facettes peu visibles : la numération de ces éléments jeunes nécessite un éclairage latéral sur fond noir.

La cornée, détachée, est éclaircie soit par séjour dans l’eau de brome, soit par grattage au scalpel de sa face interne : ce procédé rapide est en général suffisant. Puis on la divise en fragments (trois à cinq pour les petits yeux, dix et plus quand le nombre de facettes est grand). Chaque morceau transparent est examiné sous un oculaire à réticule mobile, de façon à repérer et à compter chaque file de facettes que l’on amène sous l’un des traits du réticule. Avec un peu d’habitude, j'arrive à compter environ 3.500 facettes à l’heure, et cela pour des yeux d’une difficulté moyenne. L’usage d’un petit compteur à main est indispensable et permet une grande rapidité. La précision, constatée d'après plusieurs numérations d’un même œil, est de 1 à 2 0/0, c’est-à-dire aussi bonne que celle des mesures de facettes.

10 FRANCIS BERNARD Een, Lt = ee" à À

d. Technique histologique.

Pour les motifs signalés dans l’introduction, j'ai appliqué une même technique simple à toutes les espèces, réservant pour plus tard l'étude des fibres nerveuses et de la cytologie fine rétinienne.

Les pièces sont fixées au Bouin alcoolique Duboscq-Brasil ("). Pour la bonne pénétration du liquide, il est indispensable d’y plonger la tête seule, ou bien l’œil isolé dans le cas des Crustacés podophthalmes. Les Orthoptères, difficiles à bien fixer, sont incisés sur les côtés de la tête voisins de l’œil. Chez la plupart des Insectes, il faut enlever les mandibules et la base des antennes, parties trop dures qui dilacèrent les coupes. Les ouvrières de Fourmis sont prises parmi les individus immatures : à défaut de ces derniers, il faut couper à la fois une quinzaine de têtes pour avoir des chances d’en rencontrer une un peu moins rigide. D’une façon générale, les Insectes à métamorphoses complètes se coupent mieux que les autres, leur chitine étant plus homogène.

Après un à trois Jours de fixation, les pièces sont déshydratées, puis passées 48 heures dans la celloïdine à 3 0/0. Ce passage, indispensable pour les pièces difficiles, peut être supprimé pour les jeunes larves ou pour des Crustacés aussi mous que les Thalassinides.

L’inclusion a lieu dans la paraffine à la cire à 56°-58°, pendant deux à trois heures. L'orientation des petites têtes, assez délicate, diffère suivant la partie à couper : œil proprement dit ou ganglions optiques. Les coupes de cornée et de cônes se détachent aisément : il convient de collodionner toutes les lames après déparaffinage. Pour dépigmenter les yeux sur coupes, le meilleur procédé m’a paru être celui de Mawas : passage dans l’eau de brome pendant 12 à 24 heures et lavage de deux heures à l’eau de source; il faut s'arrêter avant la décoloration complète : quand le pigment est d'un jaune pâle, il ne gêne pas l’observation des ommatidies et permet de repérer le contour des chromatophores.

Après dépigmentation à l’eau de brome, il faut décupler les temps habituels de coloration et réduire au minimum les phases

(*) Les anciens auteurs ont employé surtout l’alcool, ou des mélanges à base de sublimé. Les histologistes allemands récents (Kircunorrer, UmBacu, etc...) choisissent des liquides très voisins du Bouin alcoolique.

régressives. J'ai coloré le plus souvent à l’hémalun-éosine-safran (triple coloration de Masson). Le safran teinte en jaune le rhabdome, la cornée, la membrane basale et les lacunes sanguines. Parfois aussi, j'ai employé l'hématoxyline ferrique.

e. Effet de la technique sur les dimensions des ommatidies.

La figure 1 montre nettement, chez Macropodia, les déformations considérables apportées par les procédés histologiques usuels. L'opération la plus nuisible n’est point la déshydratation à l’alcool, qui raccourcit légèrement certaines parties, mais le passage au toluène et à la paraffine chaude, qui rétrécit beaucoup la plupart des cellules et dilate quelques autres. Ensuite, le rasoir comprime et disperse les cônes cristallins.

IL est donc impossible de faire des mesures de croissance sur pièces incluses, d'autant que les changements consécutifs à la technique diffèrent notablement suivant les stades larvaires d’une même espèce : l’hydratation des tissus diminue avec l’âge et leur résistance mécanique augmente.

A cet égard, rien n’est plus instructif que le cas du Grillon domestique, chez lequel j'ai constaté les altérations inscrites au tableau ci-dessous (tableau 1) :

De ce tableau se dégagent les faits suivants :

19 La technique courante modifie toutes les dimensions cellulaires de 5 à 50 0/0. »° Ces modifications varient d’ampleur et même de sens au cours de l’accroissement d’une même espèce.

2° Pour les Arthropodes adultes, les changements dus à l'inclusion se montrent assez comparables entre les divers groupes systématiques. En pratique, de nombreux essais permettraient d’énoncer une règle commode.

On remarquera la contraction particulièrement forte subie par le cristallin : sans doute ce cône est il très riche en eau à l’état frais. Dans son travail sur le Dermeste, KIRCHHOFFER (1911) remarque aussi le grand rétrécissement des cellules de Semper, équivalentes aux cellules cristalliniennes des ommatidies eucônes.

e « te.