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coproculture riche en Rhabditis que l’on porte au sein du milieu neuf.

Les Rhabditis se multiplient rapidement à la température du Laboratoire et, quinze jours après l’ensemencement, la coproculture est suffisamment riche pour que des prélèvements fournissent de nombreux vers.

Les repiquages sur des milieux neufs doivent avoir Heu environ toutes les deux à trois semaines.

2° Prélèvement. — Nos essais nécessitent un grand nombre de Rhabditis macrocerca isolés dans une phase liquide les conservant en vie et nous permettant de les mettre en contact avec une solution du produit à essayer.

Pour isoler les Rhabditis de la coproculture, nous avons utilisé trois méthodes :

a) Méthode de DESCHIENS [18]. — Avec un agitateur, on creuse au centre de la coproculture une cavité en forme de cône, atteignant le fond de la boîte. On dépose dans le cratère ainsi formé un filtre taillé aux dimensions voulues pour qu’une collerette se couche sur la coproculture. On y verse 2 à 3 cm° d’eau. Après trente minutes à une heure, en prélevant le liquide resté au fond du filtre, on y trouve des Rhabditis.

Cette méthode permet d’obtenir les vers dans un liquide totalement exempt de débris organiques, mais ne nous a pas toujours donné des Rhabditis en grande quantité. Nous avons donc le plus souvent opéré selon les deux techniques que nous avons mises au point :

b) Verser à la surface de la coproculture environ 5 à 10 cm* d’eau. Puis incliner la boîte de PÉrRI et recueillir au bout de vingt minutes l’eau qui se rassemble à la partie la plus basse. Elle contient de nombreux vers.

Cette méthode nécessite, si l’on veut conserver la coproculture, Pemploi d’eau stérile, et augmente l’humidité du

milieu en risquant de ralentir ou d’arrêter la prolifération des Rhabditis,

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c) Dans un troisième procédé, nous prélevons une parcelle de coproculture que nous diluons dans de l’eau distillée, de façon à obtenir un liquide clair, ne tenant en suspension que quelques débris organiques et dont une goutte, tombant de l’extrémité d’une pipette PASTEUR, contient environ vingt à trente Rhabditis. Nous avons souvent utilisé ce mode de prélèvement qui permet de conserver la coproculture stérile pour les besoins ultérieurs.

3° Epreuve. — Elle consiste à mélanger une goutte de suspension de Rhabditis avec une goutte de la solution du produit en expérience, sur des lames à concavités maintenues en chambre humide à la température du laboratoire, et à noter le temps de survie. :

Les essais sont toujours faits comparativement avec une lame témoin où la solution à essayer est remplacée par une goutte d’eau distillée. L’essai n’est valable que si les vers témoins ont conservé intacte, pendant la durée de l'expérience, toute leur vitalité. Une suspension de Rhabditis ainsi placée sur lame à concavités avec une égale quantité d’eau distillée a vécu dix jours.

Observés à la loupe, les vers, au contact de la solution active, ne montrent d’abord aucune atteinte : ils se déplacent rapidement en serpentant dans le liquide. Après un temps variable suivant l’activité du produit, leurs mouvements se ralentissent, mais restent les mêmes, puis leur amplitude diminue ainsi que la longueur des déplacements. Is restent enfin sur place; les ondulations du corps sont remplacées par des soubresauts, le corps se raidit et le ver s’immobilise définitivement.

Les temps de survie observés avec des solutions de même titre varient légèrement d’un essai à l’autre, en fonction de plusieurs facteurs dont nous avons pu noter l'influence en multipliant nos essais :

— L'âge de la souche de Rhabditis : une coproculture ensemencée depuis moins de huit jours fournit des Rhab-

LÉNO AS

ditis jeunes, petits et moins résistants, de même qu’une préparation vieille de plus de quarante-cinq jours donne des vers moins vigoureux et plus sensibles aux produits actifs. Il semble que la meilleure période pour prélever les Rhabditis soit celle qui s’étend de quinze à trente jours après l’ensemencement. Ces chiffres ne sont d’ailleurs pas absolus et cette période optimum varie d’une culture à l’autre, suivant la consistance, le degré d’humidité et l’aération du milieu.

—— La température influe sur la mobilité des Rhabditis. La température optimum pour laquelle les vers sont le plus mobiles est de 25°. En dessous de 18°, leurs mouvements se ralentissent, et à 37° les vers sont rapidement tués.

— Dans un même prélèvement sur une coproculture d'âge moyen, les individus traités par la même concentration d’un produit sur différentes lames ne meurent pas tous exactement dans le même temps. Il existe, en effet, des Rhabditis de toute taille et d'âge différent; les plus gros semblent les plus résistants.

C’est pourquoi nous avons tenu à multiplier largement nos essais pour obtenir des chiffres moyens reflétant le plus exactement possible la résistance générale des vers au produit essayé.

Compte tenu de tous ces facteurs, un essai isolé ne présente pas par lui-même une grande valeur. Il importe surtout de procéder à des essais comparatifs, effectués en même temps et dans les mêmes conditions, soit avec différentes dilutions d’un seul produit, soit avec des dilutions identiques de plusieurs substances.

On obtient ainsi des valeurs comparées de l’activité in vitro.

4° Résultats. — Nos essais sur Rhabditis macrocerca ont porté sur le T. S. P. et, comparativement, sur différents anthelminthiques réputés, tels que le thymol, l’hexylrésorcine, et sur des composés se rattachant soit au thymol, soit

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à la pipérazine : thymolsulfonate de sodium, hydrate de pipérazine, citrate de 1-diéthyl-carbamyl-4-méthyl-pipérazine (Notézine).

Les résultats que nous avons obtenus sont réunis dans le tableau I (p. 36). Les temps notés représentent la moyenne des temps de survie obtenus au cours des différents essais.

Ces résultats montrent que le T. S. P. est doué d’une activité anthelminthique certaine in vitro sur Rhabditis macrocerca. Cette activité est de l’ordre de celle de l’hydrate de pipérazine. Le thymosulfonate de sodium est totalement inactif.

ESSAIS SUR « ASCARIS LUMBRICOIDES »

Les résultats de l’expérimentation sur des Nématodes rhabditoïdés nous ayant montré que le T.S.P. était doué d'activité anthelminthique in vitro, il nous a semblé intéressant d'observer le comportement d’autres Nématodes en présence de T. S. P.

Nous nous sommes adressé à l’Ascaris du Porc qui est très voisin de celui de l'Homme, puisqu'il ne semble, d’après nos connaissances actuelles, n’en différer que par sa spécificité parasitaire vis-à-vis du Porc.

On peut le conserver en survie au laboratoire et c’est un matériel facile à se procurer.

1° Prélèvement des Ascaris. — Les Ascaris que nous employons pour nos essais proviennent des abattoirs de Bordeaux. Nous les transportons au laboratoire dans une solution de chlorure de sodium à 9 p. 1.000 préalablement chauffée aux environs de 38°. Le transport n’excédant pas dix minutes, les Ascaris n’ont pas le temps de se refroidir. On les lave ensuite plusieurs fois à l’eau tiède pour les débarrasser du mucus et des débris dont ils sont entourés, puis on les place dans un grand cristallisoir empli de solution de CINa à 9 p. 1.000 et on les porte à l’étuve à 37°5. Après quatre heures, les Ascaris qui ne présentent aucun