F. A F. C. WENT

$ 1. Introduction.

Jusqu'en ces derniers temps, les opinions régnant au sujet

des vacuoles étaient très vagues. Seul, Hanstein !) avait

présumé l’existence d’une paroi vivante autour de la vacuole, tandis que M. Nägeli ?) et M. Pfeffer *) pensaient que la vacuole était entourée d’une membrane formée par précipitation.

M. de Vries ‘) fit voir que toute vacuole est pourvue d'une

-paroi propre; par divers moyens il put tuer la couche parié-

tale du protoplasma, tout en conservant vivante la paroi de la vacuole. Le mode qui lui réussit le mieux fut la plasmolyse par une dissolution de nitre à 10 pour cent; après ce traitement, il faisait crever les vacuoles par la chaleur. En harmonie avec la nomenclature adoptée par M. Strasburger, (chromatophores, leucoplastes, chromoplastes), M. de Vries emploie, pour la paroi de la vacuole, le nom de fonoplaste.

1) Hanstein, Das Protoplasma, Heidelberg, 1880, p. 157.

2) Nâgeli und Cramer, Pflanzenphysiologische Untersuchungen, Zürich, 1885. ;

3) Pfefter, Osmotische Untersuchungen, p. 139.

4) De Vries, Plasm. Stud. über die Wand der Vacuolen, dans Pringsh.

.Jahrb. XVI, 4885, p. 465.

Naturellement, avant la publication de ce dernier Mémoire, on ne pouvait se faire aucune idée nette des premiers états des vacuoles. Suivant l’opin'on généralement reçue, les cellules les plus jeunes ne devaient pas contenir de vacuoles, et celles-ci n’apparaîtraient que lorsque la cellule commence à prendre de l'accroissement. Ces vacuoles naîtraient alors, comme se l'était représenté Hofmeister !), dans des cellales dont le protoplasma est trop fortement imbibé d’eau. Pour mieux faire ressortir cette opinion, je citerai le passage suivant du Traité

de M. Sachs °): ,Mais à l’origine le suc cellulaire manque.

Examinées, en effet, à une phase très primitive de leur développement, ces mêmes cellules sont plus petites ; leur membrane est plus mince; leur protoplasma forme un corps solide, au milieu duquel se trouve un noyau relativement très grand. Le suc cellulaire n'apparaît que lorsque le volume total de la cellule augmente rapidement; il se présente d’abord à l’intérieur du protoplasma sous forme de gouttelettes isolées que l’on nomme vacuoles; plus tard ces gouttes ou vacuoles se réunissent d’ordinaire et se fondent en une masse liquide unique, entourée par le protoplasma qui a pris maintenant la forme d’un sac creux.” Ces vues étaient encore celles de M. Sachs en 1882 *); elles ont également été exposées par d’autres observateurs, tels que MM. Nägeli et Schwendener ‘), Hanstein ‘) et, en ce qui concerne les Champignons, M. de Bary ‘), Enfin, je rapporterai encore les lignes suivantes de M. van Tieghem 7), qui montrent que cet auteur partageait la même opinion: ,Mais plus fréquemment on voit dans la jeune cellule le protoplasma former une masse

1) Hofmeister, Pflanzenzelle, p. 5 et 6.

2) Lehrbuch der Botanik, trad. de Ph. van Tieghem, 1874, p. 2.

3) Vorlesungen über Pflanzenphysiologie, 1882, p. 96, 513, 687, 741. 4) Das Mikroskop, p. 548.

5) Das Protoplasma, p. 201.

6) Vergl. Morph.u. Biol. der Pilze, Mycet. u. Bacterien. 1884, p.6,113, 122. 7) Traité de Botanique, 1884, p. 585.

ue” |

frATS DES VACUOLES. . 285

pleine et continue. C’est plus tard seulement, quand la cellule grandit, que le suc y fait son apparition.”

Dans cet état des choses, il était nécessaire d’examiner à nouveau, en tenant compte des résultats obtenus par M. de Vries, les premières phases du développement des vacuoles. M. de Vries, touchant ce sujet en passant, avait émis une hypothèse !) qui a servi de point de départ à mes recherches. Cette hypothese se laisse résumer comme il suit. Dans les cellules les plus jeunes il existe des tonoplastes; ceux-e1 se multiplient par division, tout comme les noyaux et les chromatophores; par suite, chaque cellule fille contiendra une ou plusieurs vacuoles provenant de la cellule mère, et il n’y a donc pas de néogenèse de vacuoles aux dépens du protoplasma. Suivant l’opinion courante au sujet de l’absence de souttelettes liquides dans les cellules les plus jeunes, M. de Vries admettait que dans cet état les tonoplastes n'étaient pas creux, mais pleins, et que plus tard seulement ils pro- duisaient des vacuoles.

Des faits qui vont être exposés il ressortira que réellement, dès le plus jeune âge des cellules, on y trouve des tonoplastes, que ceux-ci se multiplient par voie de segmentation, et donnent ainsi naissance à toutes les vacuoles que les cellules présenteront plus tard. Sous ce rapport, les faits confirment donc l’hypothèse de M. de Vries. Mais nous verrons, en même temps, que l’opinion générale concernant l’absence de vacuoles dans les cellules les plus jeunes est inexacte, attendu qu’elles peuvent y être reconnues avec pleine certitude, quand on procède aux recherches par une méthode spéciale. À cet égard, l’hypothèse en question doit donc subir

une modification. Ainsi amendée, la proposition à établir peut être énoncée en ces termes: Les cellules même les plus jeunes contiennent des vacuoles pourvues d'une paroi propre; ces vacuoles se multiplient par division, et de là dérivent toutes les vacuoles D plus tard existent dans les cellules.

A la démonstration de cette proposition sont consacrés les $$ 2 et 3 du présent travail. Au $ 2 j'ai mis hors de doute, me semble-t-il, que toutes les cellules végétales vivantes renferment des vacuoles. À cet effet, je n’avais à m’occuper, bien entendu, que des cellules très jeunes, chez lesquelles on admettait jusqu'ici l’absence de vacuoles. Or, j'ai réussi à observer des vacuoles dans les plus jeunes cellules du méristème de la racine ou de la tige des Phanérogames (voir PI. V, fig. 1), dans les cellules terminales des Cryptogames (PI. V, fig. 2 et 3) et aussi dans les organes reproducteurs des plantes, tant supérieures qu'inférieures. Dans la plupart des cas, l’existence d’une paroi autour de la vacuole a également été reconnue. Au $ 3, j'essaierai de démontrer que les vacuoles possèdent généralement le pouvoir de se diviser, notamment dans le mycèle des Champignons (PI V, fig. 4), les grains de pollen (PI. V, fig. 5), les jeunes poils (PL V, fig. 6) et les cellules du méristème (PI. V, fig. 7). Le $ 4 devra mettre en lumière l’inexactitude de l’opinion antérieure suivant laquelle des vacuoles pourraient se produire, sous l’action de l’eau, en des points quelconques du protoplasma; je tâcherai de faire voir que, dans tous les cas cités à l’appui de cette opinion, il ne s’agit que du gonflement de vacuoles préexistantes (PI. VI, fig. 1). Bien entendu, — et nous reviendrons sur ce point, — je n'ai pas en vue ici la soi-disant formation de vacuoles qu’on observe lors de la désorganisation des noyaux et des trophoplastes ; c’est là, en effet, un phénomène pathologique, qui ne saurait être comparé à ce qui a lieu dans la vie normale. — Comme conséquence de ces trois £$, je crois pouvoir conclure que toutes les vacuoles d’une plante proviennent, par division, de la vacuole de l’oosphère de la plante mère. Le dernier $ traitera de quelques faits sans connexion directe avec ce qui précède, savoir de l’existence, dans les cellules adultes, de différentes espèces de vacuoles. Je montrerai que, surtout dans les cellules colorées, on trouve :

se

à côté de la grande vacuole colorée, de petites vacuoles «

incolores (PI. VI, fig. 2—10); j'ai donné à celles-ci le nom de vacuoles adventives. Souvent on les distingue au premier coup d’œil, mais parfois elles doivent être rendues visibles par un mode particulier de préparation.

$ 2 Toutes les cellules vivantes contiennent des vacuoles. |

Pour prouver que toutes les cellules végétales vivantes renferment des vacuoles. il suffit évidemment de considérer celles qui sont encore à l’état méristématique. Jusqu'ici, les cellules les plus jeunes de la racine et de la tige des Phanérogames ont toujours été figurées sans vacuoles; une étude plus attentive nous convaincra que cela tenait à l’imperfection des observations. Il faut ajouter qu’on partait de l’idée préconçue que, dans les cellules du méristème, aucune différenciation n’avait encore eu lieu. En outre, la plupart des cellules méristématiques sont tellement remplies de protoplasma, que souvent on ne peut rien distinguer de leur contenu. Enfin, les préparations étaient ordinairement examinées dans l’eau, bien que M. Nägeli eût déjà fait remarquer que, sous l’influence de ce liquide, le contenu de la cellule est désorganisé. Il convient donc de suivre le précepte donné par M. Strasburger dans son Potanisches Praktikum, savoir, de placer les coupes dans une solution aqueuse de sucre, de 3—5°/, ; si, en outre, on à eu soin de prendre des coupes n’ayant pas moins, mais aussi pas beaucoup plus de 1 cellule d’épaisseur, on se convaincra que toutes les cellules méristématiques, ainsi que les cellules initiales de la racine et de la tige, sont criblées de petites vacuoles. Le mieux est de choisir, pour cette observation, des coupes longitudinales, vu qu’en opérant sur des sections transversales on n'est pas toujours parfaitement sûr d’avoir affaire aux cellules les plus jeunes. A la vérité, celles-ci m'ont parfois échappé aussi dans des coupes longitudinales; mais, en pareil cas, des vacuoles se voyaient pourtant très distinctement là où, jadis, leur présence n’était pas

soupçonnée. Dans différentes cellules initiales j’ai donc trouvé

des vacuoles, et ce résultat peut avec confiance être étendu .

à toutes les cellules de ce genre, puisque, chez un grand nombre de plantes, j'ai constaté l’existence de vacuoles dans des cellules un peu plus âgées, où elles n’avaient pas non plus été observées jusqu'alors. On doit remarquer, d’ailleurs, que la non-visibilité des vacuoles ne prouve pas leur absence. D'abord, il se peut que le protoplasma soit déjà mort au

cours de la préparation, ce qui toutefois est facile à recon-

naître lorsque la solution de sucre a été colorée en rouge par un peu d’éosine, le protoplasma mort prenant alors une teinte rouge foncé. Ensuite, dans une foule de cas, le protoplasma est ou bien trop réfringent, ou bien trop granuleux, pour laisser distinguer quelque chose de son contenu. Souvent, chez une même espèce, les cellules du sommet de la racine ou de de la tige tantôt sont remplies d’un protoplasma complètement opaque, tantôt présentent des vacuoles nettement visibles. Je vais maintenant énumérer les cas où, entre les leucoplastes et les granules protoplasmiques, j'ai réussi à voir très distinctement des vacuoles, au sommet de la racine ou de la tige. | Commençons par les racines. Dans les cellules les plus jeunes de racines d’Allium Cepa, qui avaient 2—3 mm. d'épaisseur, j'ai observé une multitude de très petites vacuoles; les plus grandes mesuraient en diamètre environ 4 micr., les plus petites 1 micr. Lorsque les préparations étaient soumises à

l’action d’une solution de nitre à 10 °/,, colorée par l’éosine,

le protoplasma se détachait de la paroi cellulaire ; il était tué, comme l’attestait la couleur rouge foncé qu'il avait prise. En cet état, à cause de l’abondance du protoplasma, il n’était ordinairement plus possible d’apercevoir les vacuoles; par la pression, toutefois, je pus dans quelques cas les faire sortir du protoplasma mort, et elles apparaissaient alors comme des vésicules incolores dans la solution rouge d’éosine. Cela prouvait que la vacuole était entourée d’une paroi, qui de-

meurait vivante, après que la reste du protoplasma avait déjà été tué. Chauffés lentement sous le microscope, les tonoplastes éclatèrent dès que fut franchie la limite de température compatible avec la vie. Dans la fig. 1, PL V, sont représentées 6 des plus jeunes cellules d’une racine aérienne de Phoenix reclinata, vue sur une coupe longitudinale. Le sommet de la racine se trouvait à environ 1 dm. de profondeur dans le sol ; on voit que chaque cellule contient nombre de vacuoles de dimension très diverses. Le résultat fut le même pour les cellules des autres sommets de racines soumis à l’examen; telles sont les cellules initiales des racines de plantules de Vicia Faba, Lupinus luteus, Zea Mais, ainsi que les très jeunes cellules des racines de Hydrocharis Morsus Ranae et Cycasrumphii et des racines aériennes de Phalangium lineare, Vanda tricolor, Tradescantia Warscewiair et Scindapsus pertusus.

Le meilleur exemple de l’existence de vacuoles dans les cellules initiales du sommet de la tige est fourni par l’Asparagus officinalis. En pratiquant des coupes longitudinales dans une jeune pousse d’asperge sur le point de sortir de terre, on y retrouvera exactement tout ce qui a été décrit ci-dessus pour les sommets de racines. Les autres sommets caulinaires, dans les cellules initiales desquels j’ai trouvé des vacuoles, provenaient de: Aristolochia Clematitis, Tecoma radicans, Hippuris vulgaris et Fraxinus excelsior; j'en ai vu, en outre, dans de très jeunes cellules de la tige, chez Geranium pyrenaicum et Bryonia dioica.

Comme, dans les méristèmes des plantes supérieures, il n’est pas toujours possible de dire avec certitude quelles sont les cellules initiales, j'ai examiné les cellules terminales de cryptogames. La cellule terminale de la tige de plantules de Salvinia natans (fig. 2, PI. V) contient ordinairement une grande | quantité de protoplasma granuleux: les microsomes rendent quelquefois invisible tout le contenu de la cellule, mais, en général, ils sont rassemblés autour du noyau, contre la dernière paroi de segmentation. De cet amas granuleux partent dans

tous les sens de petites bandelettes, tantôt ramifiées, tantôt indivises. Au premier coup d’œil on ne distingue pas bien ce qui se trouve entre ces bandelettes : par la plasmolyse, toutefois, il devient évident qu’il s’agit ici d’une grande vacuole. Les petites branches de protoplasma se rendent donc du noyau à la couche pariétale. Après la plasmolyse par une solution aqueuse de nitre à 10 °/,, le protoplasma resta Jencore en vie pendant quelque temps, mais au bout d’une demi-heure il était mort. Le tonoplaste, toujours vivant, se dégagea alors partiellement du protoplasma; en le chauffant sous le microscope, je pus le faire éclater; il y a donc, dans la cellule terminale du Salvinia, une vacuole avec paroi propre.

Dans la fig. 3, PL V, est représentée la cellule terminale d’une racine aérienne de Cyathea medullaris, dont le contenu avait été plasmolysé par une solution de nitre à 8 °/,, enlevée ensuite au moyen de lavages à l’eau. On voit que dans ce traitement le protoplasma avait été tué, ce que confirme d’ailleurs la coloration rouge communiquée par l’éosine; 1l était en partie appliqué contre le tonoplaste, en partie retiré dans deux des angles de la cellule; la vacuole s'était déjà agrandie avant l’exécution du dessin, et éclata peu après. Les cellules situées autour de la cellule terminale présentaient exactement le même phénomène, savoir, une vacuole vivante entre du protoplasma mort.

Outre les cellules terminales précitées, j'ai encore étudié celles des racines aériennes d’Alsophila australis, des rejets de Polypodium Paradiseae, des tiges d’une espèce de J'ungermannia , d’un Chara et d’un Nitella. Les premières de ces plantes ne présentaient généralement qu’une seule vacuole dans la cellule terminale, mais les deux dernières en avaient un grand nombre. Pour se faire une idée de l’aspect du contenu de la cellule terminale d’une Characée, on n’a qu’à se reporter aux figures que M. Pringsheim ‘) a données du proembryon des Chara.

+) Pringsh. Jahrb. f. Wiss. Bot., T. IIT, PI. XIT, fig. 3, 4.

Que chez les Algues inférieures on trouve généralement des vacuoles, même dans les cellules les plus jeunes, c’est là un fait suffisamment connu; il suffit de rappeler ici les Spirogyra, Conferva, Vaucheria et autres Algues filamenteuses.

Chez les Champignons, les cellules les plus jeunes sont souvent remplies d’un protoplasma si réfringent qu’on ne peut rien observer de leur contenu. Néanmoins, il n’est pas rare de trouver, dans la même plante, des filaments à contenu tout à fait indistinct et d’autres où les cellules les plus jeunes sont nettement vues criblées d'innombrables vacuoles ; tel est le cas, par exemple, chez le Cladosporium herbarum. Je les ai également vues en grand nombre dans les cellules les plus jeunes du mycélium des Phycomyces, Penicillium, Mucor et Stilbum.

Dans les organes reproducteurs des Algues et des Champignons, la présence des vacuoles était, en maints cas, depuis longtemps connue, ou du moins figurée. Comme exemples, nous citerons les zygospores des Spirogyra, les oospores des Vaucheria et des Oedogonium, ainsi que les zoospores des Vaucheria. Chezles Saccharomyces, les cellules produits par bourgeonnement contiennent toujours quelques vacuoles, avant même que la connexion avec la cellule mère soit rompue; parfois la chose n’est pas nettement visible, à cause de la trop forte réfringence des protoplastes. Le Dematium pullulans offre le même phénomène; chez cette plante, après avoir tué le reste du protoplasma par une solution de nitre à 10°/,, j'ai pu isoler les vacuoles, puis constater, en les faisant éclater, la présénce d’un tonoplaste. Les spores des Champignons, arrivées à un certain âge, sont souvent opaques; mais lorsqu'elles sont encore jeunes, on y trouve constamment des vacuoles; j'ai vu celles-ci, notamment, dans les spores de Mucor, Phycomyces nitens, Pilobolus cristallinus, Penicillium glaucum et Stilbum, dans les sporanges et les z00spores de Phytophtora infestans et d’Achlya, et dans les asques et les ascospores de Hypocopra stercoraria et d’Ascobolus furfuraceus.

Arrivant maitenant à l’existence de vacuoles dans le sac embryonnaire et l’oosphère des Phanérogames, je dois dire

que ce sujet n’est pas entièrement neuf. Si personne n’a mentionné avoir vu des vacuoles dans l’oosphère, différents observateurs, tels que M. Sachs !) et M. Strasburger ?), les y ont pourtant figurées. Quant au sac embryonnaire, M. Nägeli et Hofmeister savaient déjà qu'il contient des vacuoles en grande quantité. À ces observations j’en ajouterai quelques autres, qui me sont propres. J’ai vu d'innombrables vacuoles dans le sac embryonnaire de Fritillaria Meleagris, Tulipa spec., Hemerocallis fulva et Arum maculatum; dans tous ces cas, l’existence d’un tonoplaste put être mise en évidence. Jai aussi trouvé une dizaine de vacuoles dans les corpuscules de Larix europaea, et une ou plusieurs vacuoles, entourées d’une paroi propre, dans l’oosphère chez: Imantophyllum miniatum, Scilla bifolia, Fritillaria Meleagris, Tulipa spec., Narcissus poeticus et Zris germanica. Dans le sac embryonnaire, l’oosphère et l’embryon de Draba verna j'ai également pu déceuvrir des vacuoles (ici encore il fut possible d'isoler le tonoplaste), et de même dans l'embryon de Cardamine hirsuta et de Capsella Bursa Pastoris.

‘Enfin, j'ai encore examiné les cellules cambiales de Betula, Acer et Aesculus, ainsi que les grains du pollen de Doronicum. macrophyllum, Fritillaria imperialis, Polygonatum vulgare, Tulipa spec., Glycine sinensis et Cucurbita Pepo; dans tous ces cas, le présence des vacuoles fut constatée.

Chez les Cryptogames, les organes reproducteurs mâles sont si petits qu’il ne m’a pas été possible, avec les grossissements dont je disposais (le plus fort était l’objectif F de Zeiss avec appareil d’Abbe), de rien décider concernant l’existence de vacuoles dans les spermatozoïdes.

En résumant les résultats communiqués dans le présents, nous arrivons donc à cette conclusion générale: |

Toutes les cellules végétales vivantes contiennent des vacuoles (sauf, peut-être, les Spermatozoïdes, les Cyanoplrycées et les Bacteries).

f) Lehrbuch der Botanik, 1874, fig. 354, 355, 399.

2) Zellbildung und Zellthei‘ung. 3e Aufl., 1880, PI. V, fig 124-4136; Botanisches Praktikum, 1884, fig. 153, 168,

$8 3. La division et le fusionnement

des vacuoles.

Les objets où se laissent le mieux voir la division et le fusionnement des vacuoles sont les cellules du mycélium des Champignons. Avec elles, en effet, l’observation n’est pas entravée par des cellules environnantes, de sorte que tous les phénomènes peuvent être étudiés sans la moindre peine; un autre grand avantage des Champignons, c’est qu'on peut les examiner dans leurs conditions biologiques naturelles. J'ai cultivé les Champignons dans une faible décoction de raisins secs. Pour l’étude au microscope, j'ai une couple de fois fait usage des chambres humides recommandées par M. Strasburger; mais, comme il fallait presque toujours des grossissements assez forts, j'ai trouvé préférable de me servir d’un couvre-objet ordinaire, en ayant soin de renouveler de temps en temps le liquide. Dans les deux cas, les faits observés sont exactement semblables. On voit de temps à autre une vacuole se diviser en deux plus petites, qui a leur tour peuvent reproduire le même phénomène; par contre, on voit aussi certaines vacuoles se réunir entre elles, de manière à én former de plus grandes. Je décrirai le phénomène avec quelque détail chez l’une des espèces, après quoi je mentionneral brièvement les autres cas dans lesquels je l’ai observé.

Sur la PL V, fig. 4, j'ai représenté plusieurs fois de suite une même cellule de Dematium pullulans, pour montrer les changements qui s’y étaient produits dans l’espace d'environ trois quarts d'heure; 2 heures 45 min. auparavant, la cellule contenait 4 grandes vacuoles et 5 plus petites, qui peu à peu se fusionnèrent en 2 grandes; puis la paroi protoplasmique qui séparaît ces deux vacuoles s’amincit de plus en plus et finalement se déchira; c’est alors que fut dessinée la fig. 4a. On voit que le protoplasma pariétal ne forme pas une couche d'épaisseur uniforme autour de la vacuole, mais qu’en deux

points, æ« et $, il est un peu accumulé; ces accumulations ne sont autre chose que les derniers vestiges de la paroi qui antérieurement ‘divisait la vacuole en deux; les parties & et 8 deviennent maintenant de plus en plus petites, et en même temps elles se déplacent le long de la vacuole, comme le montre la fig. 4b; dans la fig. 4c elles ont entièrement disparu. Entretemps, il s’est formé dans la vacuole une protubérance annulaire, qui, sur la coupe optique, a naturellement l'aspect de deux protubérances situées vis-à-vis l’une de l’autre, > et à, fig. 4b; celles-ci se déplacent peu à peu vers le haut, et simultanément elles s’accroissent, de manière que bientôt il ne reste plus qu’un étroit canal entre les deux moitiés de la vacuole (fig. 4c). Ensuite, ces protubérances se confondent , et la vacuole se trouve alors partagée en deux vacuoles plus petites (fig. 4d); dans la supérieure de celles-ci, on voit de nouveau se produire deux expansions de protoplasma: l’une 7 apparaît vers le haut et se déplace successivement vers le bas (fig. 4d et e); l’autre, au contraire, naît au bas, du côté opposé, puis s’avance vers le haut et finit par disparaître. Dans la vacuole inférieure, le tonoplaste s’infléchit annulairement (fig. 4d, & et €); « et Ë se réunirent, et la cellule contint alors trois vacuoles. Cet état persista pendant quelques heures, après quoi l’observation fut interrompue. Ainsi qu'il a été dit au $ précédent, je me suis assuré, par la plasmolyse dans une solution de nitre à 10 */,, que les vacuoles du Dematium pullulans sont entourées d’une paroi propre.

J’ai encore observé la division des vacuoles chez les Champignons des genres: Phycomyces, Saccharomyces, Penicillium et Stilbum; dans ces divers cas, toutefois, la division ne progressait que très lentement. Chez le Nitella flexilis, au contraire, dans la cellule terminale d’une des feuilles du dernier verticille, j'ai vu une vacuole subir une bipartition très brusque.

Pour les autres cas qui m'ont offert une segmentation de vacuoles, je me contenterai d’une brève énumération, en renvoyant d’ailleurs à l’explication des figures. En général,

ÉÊTATS DES VACUOLES. 295

tant pour les grains de pollen que pour les jeunes poils ou les cellules méristématiques, on doit souvent chercher longtemps avant de trouver une vacuole en voie de segmentation. Toutes ces préparations, bien entendu, doivent être examinées dans une solution de sucre, de 3—5°/.

En ce qui concerne les grains de pollen, j'ai observé la division et le fusionnement de vacuoles dans ceux du Polygonatum vulgare (PI V, fig. 5a—c) et du Glycine sinensis, ainsi que dans de très jeunes cellules d’une anthère de Lilium candidum. J’ai aussi vu le phénomène dans les jeunes poils de bourgeons de Bryonia dioica (PI. V, fig. 6, a—b), Cucurbita Pepo, Rhododendrum, Lycium europaeum, Lupinus luteus, Ribes aureum et Jungermannia spec., ainsi que dans les paraphyses des fleurs femelles de Funaria hygrometrica.

La division de vacuoles à été constatée, en outre, dans des embryons de Capsella Bursa Pastoris (PI. V, fig. 7 a—c), dans de jeunes ovules de Limnanthemum cordatum, de jeunes enveloppes florales d’Aristolochia Clematitis, de très jeunes cellules épidermiques des feuilles de Vatis vinifera et de Geranium pyrenaicum, enfin dans des cellules méristématiques du sommet de la tige d’Asparagus officinalis et d’ Hydrocharis Morsus Ranae et du sommet de la racine de Phoenix reclinata et de Vicia Faba.

La possibilité d’une division spontanée des vacuoles était déjà à présumer d’après les faits antérieurement connus ; depuis longtemps, en effet, des vacuoles avaient été amenées artificiellement à se segmenter en deux ou plusieurs parties. On sait comment ce résultat fut obtenu, chez Chara et Matella, par Dutrochet !) et par M. Pringsheim ?). Lors de la plasmolyse, la vacuole est également parfois fractionnée en vacuoles plus petites, surtout dans des cellules allongées. Dans ces divers cas, rien n’était encore connu de l'existence d’une paroi autour de la vacuole ; il va sans dire, toutefois, que,

+) Sur la circulation des fluides chez la Chara fragilis, dins Ann. d. sc. nat 2e sér., t. IX, 1838.

+) Pringsh. Jahrbuch f. wiss. Bot., T. XII, p. 324.

dans les phénomènes dont il vient d’être question, cette paroi doit elle-même se diviser en deux ou plusieurs parties. C’est, effectivement, ce que M. de Vries !) a observé, après que tout le reste du protoplasma eut été tué, par exemple chez Spirogyra.

Il n’y à guère plus d’une demi-année que nous connaissons un cas de segmentation de vacuoles dans la vie normale. M. de Vries ?) venait de découvrir, en effet, que le phénomène de l’agrégation dans les tentacules du Drosera, observé pour la première fois par Darwin, consiste essentiellement en une division continue de la grande vacuole colorée en rouge , division qui donne lieu à un grand nombre de nouvelles vacuoles, d’un volume décroissant.

Quelquefois, j'ai vu la division de la vacuole être suivie de la division de la cellule, savoir, une fois chez le Cladosporium herbarum, et deux fois chez le Cucurbita Pepo (PL. V, fig. 8 a—b). On peut vraisemblablement admettre, comme règle générale, que la division de la cellule est précédée de la division de la vacuole, ou que les deux phénomènes ont lieu simultanément; la première de ces relations s’observerait dans les cellules du méristème, la seconde chez les Confervacées (ex. Spirogyra) et dans quelques autres cas, par ex. chez les poils.

Je n’ai pu décider comment la paroi de la vacuole se comporte lors de la division, si elle y est active ou passive. Quand on compare les tonoplastes aux noyaux et aux chromatophores, on est porté à présumer que les vacuoles se divisent, elles aussi, indépendamment du protoplasma environnant. L/observation de Hofmeiïster #), que lors de la production de petites bandelettes protoplasmiques (qui n’ont qu'une différence quantitative avec les parois protoplasmiques formées lors de la di-

1) Plasm. Studien über die Wand der Vacuolen, dans Pringsh. Jahrb. f. wiss. Bot. T. XVI, p. 499, PI. XXIV, fig. 1 A—C.

2) Bot. Zeitg., 1886, p. 1.

3) Pflanzenzelle, p. 44, 45.

vison des vaeuoles) on voit d’abord une évagination hyaline, dans laquelle le protoplasma granuleux n’est aspiré que plus tard, cette observation, dis-je, plaide également en faveur de l'opinion que les tonoplastes jouent un rôle actif dans la segmentation des vacuoles.

L'étude attentive des vacuoles dans les cellules méristématiques les plus jeunes m'a fait reconnaître que non-seulement elles y éprouvent fréquemment des divisions et des fusionnements, mais qu'en outre 1l s'opère à chaque instant des protractions et rétractions protoplasmiques (PI. V, fig. 4,6, 7). Même dans de très jeunes cellules, le protoplasma est donc en mouvement continuel; d’après l’opinion régnante, des mouvements protoplasmiques n’apparaîtraient que dans des cellules un peu plus âgées, après l’état méristématique !).

En résumant brièvement le contenu de ce $, nous obtenons donc les résultats suivants :

1. Toutes les vacuoles d’une plante proviennent, par voie de division, de la vacuole de l’oosphère de la plante mère.

2. Les tonoplastes se trouvent donc, comme organes du protoplasma, sur la même ligne que les noyaux et les chromatophores.

$ 4 Les vacuoles ne se forment jamais aux dépens du protoplasma.

Des faits rapportés dans les $$ précédents il ressort déjà, avec une assez grande probabilité, que nulle part ne s’opère une formation nouvelle de vacuoles aux dépens du protoplasma. Il y a quelques cas, toutefois, où pareille formation libre était Jusqu'ici admise, et cela principalement à la suite des recherches de MM. Nägeli 2), Hofmeister *), Sachs {) et

1) Voir: Hofmeister, Pflanzenzelle, p. 35.

2) Nägeli und Cramer, Pflanzenphysiologische Untersuchungen, 1855, I, p. 9, 24; Nägeli, Das Mikroskop, p. 549.

3) Pflanzenzelle, p. 6, 78. |

4) Lehrbuch der Botanik, 4° Auf. p. 42, fig. 40,

Pfeffer !) sur ce qui se passe, chez différentes cellules, quand leur contenu s'échappe dans l’eau. L’exemple classique est, depuis M. Sachs, le contenu des tubes de Vaucheria, qui, placé dans l’eau, forme, d’après lui et d’autres observateurs, de nombreuses vacuoles. Chez tout sortes d’autres cellules on prétendait avoir vu le même phénomène, mais, comme nous le verrons plus loin, il n’y avait là qu’un simple gonflement de vacuoles préexistantes. M. Strasburger, qui en 1876 partageait encore cette même opinion concernant la production de vacuoles dans l’eau ?), fut le premier à donner l’interprétation exacte de ce qui a lieu chez le Vaucheria *). Il vit que, lorsqu'on coupe un tube de Vaucheria immergé dans l’eau, la grande vacuole subit une suite d’étranglements, et que les parties étranglées, entourées de protoplasma et de grains de chlorophylle, deviennent libres; ensuite il les vit se gonfler et éclater. De l'apparition de vacuoles nouvelles, il ne fait aucune mention.

Le résultat de mes propres observations est que jamais il ne se forme de vacuoles là où il n’en préexistait pas. Si l’on prend des cellules montrant un certain nombre de vacuoles, et qu'on en porte le contenu dans une solution de sucre à 5°/,, les vacuoles conservent ordinairement les mêmes dimensions, tandis que le protoplasma meurt peu à peu, comme on peut s’en assurer au moyen de l’éosine. La solution de sucre est-elle alors remplacée par l’eau, les vacuoles se gonflent et bientôt éclatent. Ce phénomène est donc très simple; je l'ai observé sur le contenu des tubes sporangifères de Pilobolus cristallinus, des sacs embryonnaires de Draba verna, des jeunes grains de pollen de Tulipa, Glycine sinensis, Cucurbita Pepo et Polygonatum vulgare, des jeunes zoosporanges d’Achlya, et des cellules internodiales de Nitella flexilis et de Chara. Ce dernier cas paraît un peu plus compliqué. Quand on met dans

1) Pflanzenphysiologie, I, fig. 4, p. 35.

2) Studien über das Protoplasma, p. 415, 416.

3) Botanisches Praktikum, 1884, p. 45, 46.

M AE AT” Ban Li D

l’eau une cellule internodiale entamée, on voit s’en échapper de grandes quantités de protoplasma avec grains de chlorophylle. En même temps, une foule de petites vacuoles sortent de la cellule; ces vacuoles se gonflent et éclatent au bout de quelque temps; elles possèdent une paroi propre, qui reste vivante alors que le protoplasma est déjà mort. Quelle est l’origine de ces vacuoles? On voit très distinctement qu’elles proviennent de la cellule et n’ont donc pas pris naissance par l’action de l’eau sur le protoplasma, ainsi que cela devrait être le cas suivant Hofmeister et M. Pfeffer. Malheureusement, les cellules de Mitella contiennent une très grande masse de protoplasma; celui-ci s’accumule encore plus lors de sa sortie, de sorte qu’il est impossible de reconnaître, avec parfaite certitude, quelle place ces vacuoles occupent dans la cellule. Comme ïl a été dit, elles s’agrandissent dans l’eau, mais pas très fortement; elles ne peuvent donc pas non plus avoir été très grandes à l’intérieur de la cellule même. Cela

devient manifeste lorsque le contenu de la cellule est plongé

dans une solution de sucre à 5°/,, solution où la dimension de ces vacuoles demeure constante; on voit alors que leur diamètre est à peu près égal à celui des globules entraînés par le courant protoplasmique. Aussi est-il assez probable qu'un certain nombre de ces corpuscules, si mystérieux Jusqu'ici, ne sont autre chose que de petites vacuoles, non fusionnées avec les grandes. Nous savons, en effet, que les jeunes cellules contiennent une multitude de vacuoles; or, si la plupart de celles-ci sont plus tard entraînées dans la circulation du protoplasma, après s’être d’abord encore divisées quelques fois, on a l’explication du phénomène, tel qu’il se

présente chez les Miella; cette explication serait conforme à

l'opinion de M. Nägeli et de M. Pfeffer '), qui pensent que le protoplasma granuleux doit essentiellement son aspect à de très petites vacuoles, qu’il emporterait dans son mouvement circulatoire.

1) Pflanzenphysiologie, I, p. 32.

Le phénomène devient moins simple lorsque la cellule, dont on épanche le contenu dans l’eau, ne contient qu’une vacuole unique. On voit alors apparaître de nouvelles vacuoles, qu’à première vue on serait tenté d’attribuer à une néogenèse. Un examen plus attentif montre, toutefois, que toutes ces vacuoles se sont formées aux dépens de la grande, par voie de division. J’ai observé ce phénomène chez quatre plantes: d’abord sur les poils rouges de l’épiderme des feuilles d’un Coleus et les poils violets du Gynura aurantiaca, puis sur les cellules épidermiques rouge-violet de la face inférieure du Passiflora trifasciata. Pour ce dernier cas, je renvoie à l’explication des figures (PI. VI, flg. 1 a—e). Chez les trois plantes qui viennent d’être nommées, la coloration des vacuoles atteste qu'il ne s’agit pas d’une formation libre, mais qu’elles dérivent de la grande vacuole colorée. Enfin, j’ai étudié plus spécialement le phénomène offert par le Vaucheria. Ne pouvant entrer ici dans les détails, à cause du défaut de place, je me bornerai aux points essentiels. Lorsque le contenu d’un tube cellulaire de Vaucheria est porté dans une solution de sucre à 5% ou plus, on y voit des vacuoles, qui n’éprouvent aucun grossissement ultérieur ; un examen attentif nous apprend qu’elles se séparent de la grande vacuole au moment même de leur arrivée en dehors de la cellule. Souvent, toutefois, elles sont alors rendues complètement invisibles par les grains de chlorophylle qui les entourent; mais, quand ceux-ci sont tués, on peut voir la vacuole encore vivante apparaître distinctement. Le contenu de la cellule est-il porté dans l’eau, les choses se passent de la même manière, à cela près que les vacuoles grossissent peu à peu et par là se dégagent partiellement des grains chlorophylliens et du protoplasma. Il semble alors que ces vacuoles soient de formation nouvelle, bien qu’elles existassent déjà antérieurement, mais couvertes de masses de chlorophylle et de protoplasma. Elles continuent ensuite à se gonfler, et finalement elles éclatent, après la mort préalable du protoplasma enveloppant (accusée par la.

coloration rouge en présence de l’éosine). — A cette catégorie appartiennent aussi les poils radicaux de l’Hydrocharis Morsus Ranae; bien que je ne les aie pas étudiés moi-même, on peut leur appliquer, par analogie avec ce qui précéde, la même conclusion, savoir, qu'ici non plus il ne se forme de vacuoles nouvelles, mais que celles qui deviennent visibles dérivent de la grande vacuole du poil radical. La comparaison de la figure de M. Pfeffer 1) et de ma fig. 1 a—e, PI VI, mettra encore mieux en lumière l’analogie de ce cas avec celui du Passiflora.

Le seul cas dans lequel de soi-disant vacuoles naissent réellement en des points où il n’en existait pas, se présente lorsque des noyaux et des chromatophores sont mis en contact avec l’eau. Hofmeister ?), le premier, assimila ce phénomène à celui que je viens de décrire pour le Vaucheria, et plus tard M. Nägeli et M. Schwendener *) firent le même rapprochement; ces derniers figurèrent en même temps d’une manière très exacte le gonflement des grains de chlorophylle dans l’eau. M. Schimper, dès son premier Mémoire #), signala la variabilité des leucoplastes; lorsqu'une cellule est coupée, l’eau les fait immédiatement gonfler. Postérieurement 5), il donna quelques figures, d’où semble aussi résulter l’analogie de ce gonflement des leucoplastes avec celui des vacuoles. Au sujet de ces phénomènes, nous devons remarquer que tous les organes du protoplasma, abstraction faite de la tension des parois, doivent attirer l’eau avec une certaine force , savoir, avec une force égale à celle qui est exercée sur l’eau parle suc cellulaire ; s’il n’en était pas ainsi, le suc cellulaire enlèverait à ces organes leur eau de constitution, jusqu’à ce que l'équilibre fût établi. De plus, il s’agit ici d'organes qui sont

*) Pflanzenphysiologie, I, fig. 4.

2) Pflanzenzelle, p. 369.

°) Das Mikroskop, p, 550.

*) Bot Zeitg., 1880, No. 52.

*) Bot, Zeitg., 1883, PI. I, fig, 18, 19, 27 et 56. 19*

302 F. A. F. C. WENT. LES PRÈMIERS

FN

entourés d’une paroi, ou, à mieux dire, dont les couches externes sont plus denses que l’intérieur. M. Schimper, dans le Mémoire ci-dessus cité, a insisté à plusieurs reprises sur ce fait, en ce qui concerne les leucoplastes; quant aux noyaux, îl est suffisamment connu qu'ils possèdent une couche externe sensiblement hyaline, à laquelle on attribue généralement une densité plus grande que celle des parties intérieures. Or, lorsque de semblables organes seront soustraits à l’influence de leur entourage, ou, même sans pareille soustraction, mis en état d’absorber de l’eau, ils devront nécessairement se distendre plus ou moins ; le volume ainsi atteint ne saurait d’ailleurs être très considérable, vu qu'ils ne contiennent qu’une minime quantité de matières hygrométriques. Mais là ne s’arrête pas le changement; la désorganisation arrive, ils se ratatinent’, et sont bientôt complètement morts. Ce qui prouve également qu’on n’a pas affaire dans ce cas à des vacuoles normales, c’est que les sphères en question se ratatinent lors de la plasmolyse.

Que faudra-t-il donc, à l’avenir, appeler vacuoles? Il me semble que ce nom devra être appliqué exclusivement aux organes physiologiques qui se trouvent dans la cellule normale et sont entourés d’un tonoplaste. Ils dérivent, par voie de division répétée, de la vacuole de l’oosphère. Quant aux sphères remplies de liquide qui apparaissent lors de la désorganisation des noyaux et des chromatophores, mais qui n’existent pas dans la vie normale de ces organes, on pourra les désigner sous le nom de ,vacuoles pathologiques”.

Le résultat général, auquel nous sommes pärvenus dans ce $, se laisse donc énoncer ainsi: |

Les vacuoles ne peuvent naître du protoplasma ; là où l’on avañt cru observer cette genèse, il ne s'agissait que du gonflement de vacuoles préexistantes. | | $ 5. La présence de plusieurs vacuoles dans une

même cellule. Vacuoles adventives.

En ce moment règne assez généralement la conviction que

les cellules adultes ne contiennent qu’une seule vacuole, Il est vrai qu’on a parfois observé des phénomènes qui ne s’accordaient pas avec cette opinion, mais ils furent ou bien interprétés faussement, ou bien regardés comme des exceptions, Tels sont les phénomènes remarqués par M. Nägeli :) dans les cellules d’un pétale de Tulipa Gesneriana, et par M. Hildebrand ?) dans les pétales de Strelitzia Reginae et de Tillandsia amoena, ainsi que dans la corolle et les étamines de différentes espèces d’Acacia. M. Schimper *) a montré que, chez le Strelitzia, chaque cellule contient un grand nombre de vacuoles bleues, tandis que les cellules du périanthe de Tallandsia (Bilbergia) amoena n’offriraient qu’au moment de leur mort le phénoméne décrit par M. Hildebrand, savoir la présence de plusieurs vacuoles incolores à coté de la vacuole bleue, Nous verrons bientôt que, très probablement, ces vacuoles incolores elles-mêmes existaient déjà antérieurement,

Je n’ai pu observer qu’assez rarement l’existence, dans une même cellule adulte, de plus d’une vacuole incolore. Cela tient sans doute à ce que le phénomène est alors moins frappant que lorsque, dans la même cellule se trouvent différentes vacuoles colorées. Le plus bel exemple nous est fourni par les poils des bourgeons de Rhododendrum. Tandis qu’à l’état très jeune ces poils contiennent un grand nombre de vacuoles, qui se multiplient par voie de division, plus tard on en voit quelques-unes se réunir en une grande vacuole, autour de laquelle les autres (30—60 dans un poil adulte) restent éparpillées. Après plasmolyse par une solution de nitre à 4°/,, je pus, aux endroits où le protoplasma s'était accumulé contre le tonoplaste distinguer très nettement les petites vacuoles, enclavées sous

1) Näâgeli und Cramer, Pflanzenphysiologische Untersuchungen, 1855, PRAL, e 1,2: SA

2) Anat. Unters. über die Farben der Blüthen, dans Pringsh. Jahrb. PWiss0Bot.)'T: TE p'69,. PT EV, ‘fig. 4, 9, 8.

3) Ueber die Entwickelung der Chorophy Ukürnér und Farbkürper, dans Bot, Zeitg., 1883, p. 127.

forme de globules dans le protoplasma granuleux. Lorsque la solution nitrée à 4°/, était remplacée par une solution à 10°/, le protoplasma mouraït, mais les vacuoles, tant grandes que petites, restaient vivantes. En dehors de ce cas, j'ai en: core trouvé des vacuoles multiples incolores dans des cellules de feuilles de Fumaria hygrometrica et de Blechnum brasiliense et dans des cellules internodiales de Mitella et de Chara. Les vacuoles accessoires se découvrent beaucoup mieux à la vue lorsque, dans la même cellule, il y à des vacuoles colorées et des vacuoles incolores. Si l’on examine au microscope les cellules colorées en rouge des pétales de Camellia japonica, on reconnaît que la vacuole rouge ne remplit pas la cavité cellulaire tout entière, mais qu’en différents endroits — le plus souvent aux angles de la cellule — il est resté des espaces incolores (PI. VI, fig. 7). Effectue-t-on ensuite la plasmolyse, on remarque que ces espaces se trouvent encore en dedans de la couche pariétale, de sorte que, lorsque le protoplasma se retire de la paroi de la cellule, les cavités incolores sont entraînées avec lui. On peut alors constater qu’il s’agit de corps sphéroïdaux (PI. VI, fig. 8), qui éclatent par la chaleur, ordinairement après la grande vacuole. Quand on plasmolyse avec une solution de nitre à 10 °/,, le protoplasma pariétal et le noyau meurent, tandis que les sphéroïdes incolores restent en vie; lavés à l’eau, ils se gonflent et finissent par se rompre. De ces propriétés on peut conclure que ces cavités incolores ne sont autre chose que des vacuoles entourées d’une paroi propre, lesquelles vacuoles existent dans chaque cellule, au nombre de une ou de plusieurs. Nous verrons bientôt que beaucoup de plantes présentent de semblables phénomènes. Il y aura donc utilité à désigner par un nom particulier les petites vacuoles qui se trouvent, à coté de la grande, dans une cellule; j’emploierai à cet effet le nom de ,,vacuoles adventives”, parce que, dans la plupart des cas, elles sont, par rapport à la grande vacuole, un élément accessoire de la cellule. Lorsqu'on envisage plus spécialement la paroi de la

vacuole, on peut parler de ,,tonoplastes adventifs.” La différence de couleur des deux sortes de vacuoles, chez le Camellia, indique déjà une différence dans la composition de leur contenu; celle-ci est confirmée par la recherche du tannin. Je me suis servi, pour cette recherche, de la réaction de, M. Mall, telle qu’elle a été appliquée par M. de Vries chez les Spirogyra. Une cellule épidermique d’un pétale de Camellia japonica fut plasmolysée, puis le liquide fut remplacé sous le couvreobjet par une solution d’acétate de cuivre; celle-ci pénétra peu à peu dans la cellule, et aussi dans les différentes vacuoles ; les adventives n’en éprouvèrent aucun changement, mais dans la grande vacuole colorée il se forma un précipité brun. Après le remplacement de l’acétate de cuivre par l’acétate de fer, la couleur du précipité passa au bleu. Si l’on examine des cellules épidermiques de pétales du Camellia japonica blanc, on voit que celles-ci renferment également une grande vacuole normale et plusieurs petites vacuoles adventives; les deux sortes de vacuoles, toutefois, sont l’une et l’autre incolores. Mais il n’en résulte pas que leur contenu soit le même, car, en appliquant la réaction de M. Moll, on reconnaît qu'ici encore la grande vacuole est tanninifère, tandis que les vacuoles adven-. tives ne le sont pas. Cela me conduisit à penser que peut-être les vésicules tanniques ne sont autre chose que des vacuoles adventives. Pour contrôler cette idée, j'examinai les articulations des feuilles de Mimosa pudica; lors de la plasmolyse, il n’est pas immédiatement visible si la vésicule tannique se trouve à l’intérieur ou à l’extérieur de la vacuole, de sorte que les apparences pourraient aisément fair croise qu’elle est située dans le suc cellulaire, comme le prétend M. Pfeffer !).: Mais quand on plasmolyse avec une solution de nitre à 15 °,, colorée par l’éosine, le protoplasma meurt, tandis que la vésicule tannique et la vacuole continuent à vivre; elles sont alors entièrement isolées l’une de l’autre et peuvent toutes les

1) Pflanzenphysiologie, I, p. 34.

deux se dégager du protoplasma. L'action de la chaleur fait ensuite éclater tant la vacuole ordinaire que la vésicule tannique. Il s’agit done ici d’un phénomène tout semblable à celui que nous a présenté le Camellia blanc; aussi n'est-ce pas une hypothèse trop risquée, me semble-t-il, que de regarder les vésicules tanniques, en général, comme des vacuoles. Revenons au Camellia, pour parler des jeunes états des vacuoles adventives. Un jeune bouton de cette plante avait ses pétales extérieurs colorés en rouge, tandis que ceux du dedans étaient encore dépourvus de coloration. Les cellules épidermiques des pétales extérieurs sont représentées dans la fig. 6, PL VI; on voit qu’elles contiennent une grande vacuole rouge clair, et en outre 5—10 vacuoles adventives incolores. Ces dernières n’occupaient pas encore les angles de la cellule, mais reposaient sur la grande vacuole, et par suite semblaïent être toutes colorées; la plasmolyse m’apprit, toutefois, qu’en réalité elles étaient absolument incolores. Des pétales intérieurs, j'ai représenté 3 cellules épidermiques, fig. 5, PI. VI; celles-ci, on le voit, renferment une grande vacuole très réfringente et, à côté, une ou plusieurs autres vacuoles, qui réfractent la lumière à peu près avec la même force que le liquide ambiant; le protoplasma étant ici beaucoup plus granuleux, on ne peut pas toujours distinguer nettement le contenu, surtout dans des états encore moins avancées. Le traitement par l’acétate de cuivre et l’acétate de fer fait voir que la vacuole fortement réfringente contient, du tannin, mais que les autres vacuoles en sont dépourvues; dès cette phase, il se décèle donc une différence entre la vacuole normale et les vacuoles adventives. Je n’ai malheureusement pu observer, chez le Camellia, des états encore plus jeunes, ni, par conséquent, obtenir pour ce cas la preuve absolue que les deux sortes de vacuoles dérivent par voie de division d’une même vacuole. Dans l’oosphère de Scilla, j'ai

vu ou bien une vacuole unique, ou bien une couple de vacuoles

en apparence semblables, tandis que les cellules du périanthe contiennent, outre la vacuole normale bleue, des vacuoles

adventives incolores. Nous verrons bientôt que chez le Glycine sinensis on rencontre, entre les vacuoles bleues et les vacuoles incolores, toutes les transitions possibles, de sorte qu'il n’y a plus guère à douter que toutes les vacuoles d’une plante soient issues, par voie de division, d’une seule et même vacuole, encore que, plus tard, elles ne possèdent plus les mêmes propriétés. Cette conclusion gagne encore en certitude si l’on tient compte de l’analogie qui existe entre les vacuoles et les chromatophores; ces derniers, en effet, qui dans les cellules mérismatiques ne se trouvent qu'à l’état de leucoplastes, peuvent, plus tard, ou bien conserver les mêmes propriétés qu'ils avaient dans le méristème, ou bien se transformer en grains de chlorophylle et en chromoplastes.

Les étamines rouge foncé du Callistemon lanceolatum (PI. VI, fig. 4) sont formées de cellules très allongées, qui contiennent une vacuole normale rouge et, en outre, une ou plusieurs vacuoles adventives incolores; celles-ci, en général, ne se trouvent pas dans les angles de la cellule, maïs sont dispersées sur toute son étendue, de sorte qu’elles paraissent souvent légèrement colorées, lorsqu'elles n’atteignent pas l'épaisseur de la cellule; par la plasmolyse, toutefois, on s’assure que même ces vacuoles d’apparence rose pâle sont incolores. Ici encore, je n'ai pu, à l’aide de la réaction de M. Moil, découvrir du tannin dans les vacuoles adventives, tandis que la grande vacuole est richement pourvue de ce principe.

Pour les autres cas dans lesquels j'ai vu des vacuoles adventives incolores, je me bornerai à une simple énumération. Ils sont relatifs: d’abord, aux cellules rouges de la corolle de JImpatiens Sultani (PI VI, fig. 2), Papaver Argemone, Dicentra formosa, Fumaria officinalis, Malva sylvestris, Dianthus barbatus, Anemone Hepatica, Lopezia miniata et Correa speciosa, des fleurs femelles de Larix europaea et des poils de l’épiderme des feuilles de Campylobotrys refulgens; puis, aux cellules violettes de la corolle de Primula sinensis et des étamines de Mimosa pudica; enfin, aux cellules bleues du périanthe de

Scilla bifolia et de la corolle de Lupinus polyphyllus et Campanula Trachelium.

Contrairement à ce qui s’observe chez les plantes nommées jusqu'ici, où les vacuoles adventives sont très petites, j'ai trouvé chez le Cercis Siliquastrum et le Robinia hispida, dans chaque cellule des pétales, deux vacuoles, l’une rouge et l’autre incolore, qui avaient, chacune, à peu près la moitié du volume de la cellule; la différence, quand il en existait, était alternativement en faveur de la vacuole rouge et de la va-

cuole incolore. Si M. Hildebrand, chez les étamines d’Acacia,

et M. Nägeli, chez le périanthe de Tulipa Gessneriana, ont eu affaire à un phénomène normal, ces deux plantes rentrent dans le cas dont il vient d’être question.

Les fleurs du Glycine sinensis, comme on sait, présentent en quelques endroits une coloration bleue plus foncée qu’en d’autres. Or, si l’on examine les parties pâles, on trouve des cellules contenant ordinairement une vacuole incolore et une ou plusieurs vacuoles bleu clair, les quelles vacuoles occupent de 4 à 1! de la cavité cellulaire. Les parties foncées, au contraire, possèdent une vacuole incolore ou bleu clair et, en outre, un grand nombre de vacuoles plus petites, d’une couleur si foncée que souvent la matière colorante s’isole en groupes de cristaux, dont la forme ressemble à celle des cristaux en forme de,croissant de l’hypochlorine.

Entre ces deux extrêmes on trouve tous les passages possibles, de sorte que certaines cellules peuvent présenter trois sortes de vacuoles; de même, on peut former avec les différentes vacuoles une série continue, commençant par des vacuoles incolores et se terminant par des vacuoles d’un bleu foncé. Il est possible que ces vacuoles aient la faculté de changer de dimensions durant la vie, et qu’ainsi une petite vacuole bleu foncé puisse s’agrandir suffisamment pour que sa teinte passe au bleu clair. La couleur des fleurs serait-elle peut-être réglée de cette manière ?

On trouve donc dans la même cellule des vacuoles à con-

tenu différent. Or, les matières contenues sont apportées par le protoplasma circulant, et celui-ci possède sans doute, en tous les points de la cellule, des propriétés identiques; supposé, en effet, que cette identité n'existe pas, le protoplasma devrait, dans le Camellia, contenir du tannin là où il touche à la grande vacuole, mais avoir une autre composition aux endroits où se trouvent les vacuoles adventives. Si ces dernières étaient toutes situées du même côté de la cellule, l'hypothèse d’une pareille inégalité du protoplasma pourrait encore, malgré son invraisemblance, être acceptée jusqu’à un certain point; maintenant que les vacuoles adventives sont dispersées dans toute la cellule, elle est évidemment insoutenable. La cause de la différence entre le contenu des vacuoles ordinaires et celui des vacuoles adventives doit donc très probablement être cherchée dans la paroi de la vacuole; on pourra admettre, en général, que la composition du contenu d’une cellule est déterminée par les proriétés du tonoplaste. Cela vient donc à l’appui de l’idée que la paroi de la vacuole est un organe vivant du protoplasma.

Le suc cellulaire des vacuoles adventives doit naturellement, abstraction faite de la tension des parois, être isotone avec celui de la grande vacuole colorée; car, s’il n’en était pas ainsi, mais que l’un de ces sucs attirât l’eau avec plus de force que l’autre, le premier enlèverait de l’eau au second, jusqu’au moment précis où les deux solutions seraient devenues rigoureusement isotones. Les deux liquides doivent se faire exactement équilibre; lorsque cet équilibre est rompu, parce que le contenu d’une des vacuoles reçoit une nouvelle quantité de matières, 1l doit se rétablir immédiatement après; selon toute probabilité, c’est un équilibre continuellement oscillant. $S1 l’on suppose maintenant que la grande vacuole perde des matières hygrométriques, les vacuoles adventives devront s’agrandir. Ce phénomène, je l’ai fréquemment observé quand les tonoplastes subissent une mort lente; le meilleur moyen de provoquer celle-ci consiste simplement à déposer

les cellules dans l’eau. On voit alors que le tonoplaste de la grande vacuole meurt en général plus rapidement que les tonoplastes adventifs. Quelquefois, pourtant, la relation est intervertie par la suite, le dépérissement de la paroi des vacuoles adventives s’accélère à son tour et la grande vacuole regagne en volume aux dépens des autres. Comme toujours, les tonoplastes deviennent d’abord perméables aux matières facilement diffusibles, et en dernier lieu aux matières colorantes. La turgescence des cellules plongées dans l’eau doit donc diminuer de plus en plus. A titre d'exemple, je rapporterai une couple d'observations. Chez Impatiens Sultani, les vacuoles adventives des pétales se dilatent peu à peu lorsque ceux-ci sont placés dans l’eau; la différence peut devenir fort notable, comme le montrent les fig. 2 et 3, PL VI. La turgescence n’est pas très facile à mesurer, à cause de l’inégalité d'action des différentes cellules. J’ai pourtant trouvé que des cellules épidermiques venant d’être enlevées de la plante sont isotones avec 0,11—0,12 équivalents de nitre, tandis que, après être restées 7 jours dans l’eau, ces cellules n’exerçaient plus sur ce liquide qu’une attraction égale à celle de 0,07— 0,08 éq. K NO. Les vacuoles adventives des cellules des pétales de Primula sinensis et de Campanula Trachelium s’agrandirent également par l’immersion dans l’eau, mais le phénomène fut surtout très prononcé chez les cellules épidermiques des pétales de Camellia japonica. La fig. 9a, PL. VI, représente une cellule d’un pétale qui avoit séjourné 7 jours dans l’eau; au moment de l’observation, la cellule se trouvait dans une solution de sucre à 21°, colorée par l’éosine. Cette solution détermina de la plasmolyse; la turgescence de la cellule était donc fortement diminuée, car une cellule normale ne subit pas encore de plasmolyse dans une solution de sucre à 5%. Deux heures plus tard (fig. 9b), non-seulement les vacuoles adventives avaient augmenté de volume, mais la plasmolyse aussi était devenue plus forte. | |

Dans quelques cas, les vacuoles adventives ne sont pas

directement visibles; on est alors obligé d’avoir recours à divers moyens artificiels pour les faire apparaître. D'abord, on peut plonger les cellules dans l’eau, où souvent les vacuoles adventives s’agrandiront de la manière ci-dessus décrite; c’est ce qui arrivait, par exemple, pour les cellules du périanthe d’une jacinthe bleue; à ce cas doit probablement être rapporté aussi le phénomène que M. Schimper a observé chez le PBilbergia amoena. Un autre moyen de rendre visibles les vacuoles adventives, est la plasmolyse. Quelques-unes des cellules bleues du périanthe de Bilbergia Liboniana montrent directement, portées sous le microscope, des vacuoles adventives distinctes, bien que très petites: dans d’autres cellules, au contraire, on n’en découvre pas trace. Opère-t-on alors la plasmolyse, l’image change, et l’on ne voit plus de différence entre les unes et les autres cellules ; toutes montrent distinctement, à côté de la grande vacuole bleu foncé, des vacuoles plus petites, incolores. Nous avons donc ici un très beau passage entre les vacuoles adventives directement visibles et celles dont il est question en ce moment. Les autres cas où jai réussi, par la plasmolyse, à rendre visibles des vacuoles adventives, ont rapport aux poils épidermiques des feuilles de Gynura aurantiaca, de Begonia Rex et de Coleus, et aux cellules épidermiques de la face inférieure des feuilles de Tradescantia discolor. En cas de plasmolyse prolongée, de lavages à l’eau ou de chauffage sous le microscope, il arrive souvent que ces vacuoles adventives s’agrandissent (voir fig. 10 a—<c, PI. VI, et l'explication des figures). Cela tient à ce que la grande vacuole meurt alors peu à peu, souvent même avant la couche protoplasmique membraneuse. Il en résulte que des matières hygrométriques s’introduisent dans l’espace compris entre le tonoplaste et la couche membraneuse ; une partie de ces matières pénètrent dans les vacuoles adventives, dont elles provoquent le gonflement. Ce phénomène peut aller si loin que la matière colorante se diffuse à travers la paroi des vacuoles,

ou que celles-e1 éclatent, tandis que la couche membraneuse du

protoplasma, laquelle entoure alors le suc cellulaire, est encore vivante; quelque temps après, cette couche meurt à son tour. Nous avons donc, en ce cas, précisément l’inverse du phénomène observé par M. de Vries; tandis que, dans cette observation, la mortification atteignit d’abord la couche externe, | puis la paroi des vacuoles, nous voyons ici se déchirer le tonoplaste avant la couche externe.

Les résultats du présent $ se laissent résumer brièvement de la manière suivante: | CaxNE

Beaucoup de cellules adultes contiennent des vacuoles de plusieurs espèces et dont le contenu peut étre différent ; néanmoins, ces vacuoles dérivent toutes, par voie de division, d’une vacuole unique.

Qu'il me soit permis, en terminant, d'offrir à M. le professeur de Vries le témoignage de ma gratitude pour la bienveillance avec laquelle il a dirigé ces recherches dans son laboratoire.

EXPLICATION DES FIGURES