Aphthoma (Haltica) rubi. PK. — Aphthoma de la ronce
L'insecte parfait fait des trous dans les feuilles.
ORTHOPTÈRES 12. Grillo talpa vulgaris. Li. — Grillon taupe commun. Déplante les jeunes plants au printemps et à l’automne.
HÉMIPTÈRES 13. Coccus fragariæ. Gmel. — Coccus potentillæ. Meyer.
— Coccus du fraisier, de la potentille.
Forme des galles insectes sur les tiges et pétioles. 14. Aleyrodes fragariæ. Waiïk. — Aleyrodes du fraisier. Suce la sève des pétioles.
15. Aphis fragariæ. Koch. — Aphis du fraisier. Recroqueville les feuilles et les fait jaunir. !
16. Aphrophora spumaria. L. — Aphrophore écumeuse. Forme un petit crachat sur les feuilles.
LÉPIDOPTÉRES 17. Licæna alexis. Rott. — Lycaena alexis.
La chenille mange les feuilles en mai et juillet. 18. Hesperia alveolus. O. — Hespérie navette. \
La chenille mange les feuilles en avril.
96 LE NATURALISTE 19, Psyche stettinensis. Her. — Psyche? | 42. Larentia tophaceata. S. V. — Larentie de tuf. La chenille mange les feuilles, signalée par Kal- La chenille mange les feuilles : très rare. tenbach. 43. Larentia infidaria. Lah. — Larentie infidèle. 20. Hepialus lupulinus. L. — Hépiale lupulin (la Lou- La chenille mange les feuilles, très peu connue. vette). 44. Lampronia prælatella. S. N. — Luzella. Tr. — Lam- La chenille mange les racines. Papillon en mai et pronie préférée ? juin. Signalée comme nuisible par Kaltenbach. 21. Saturnia carpini. S.-N.— Le Petit Paon. 45. Neplicula dulcella. Hein, — Nepticule douce. La chenille mange les feuilles de mai à juillet. La chenille vit entre le parenchyme des feuilles. 22. Callimorpha dominuta. S. V.— Callimorphe maîtresse | 46. Nepticula inequalis. Hein. — Nepticule inégale. (l'écaille marbrée rouge). La chenille ereuse des galeries entre le paren- La chenille mange les feuilies en mai. chyme. 23. Arctia villica. L. — Arctiefermière. 47. Nepticula fragariella. Hed. — Nepticule du fraisier. La chenille mange les feuilles, passe l’hiver jus- La chenille creuse des galeries entre le parenqu'en mai. chyme.
24. héneies, matronula. — Pleretes dame (la grande | 48. Nepticula arcuata. Frey. — Nepticule recourhbée. écaille brune). La chenille creuse des galeries entre le paren- La chenille mange les feuilles et hiverne deux chyme. fois. ; 25. Leucania conigera. S. NV. — Leucanie à cône. ; \ Rate £ La chenille mange les feuilles en février et mars. AE NC GES Le 1e dire etes 26. Orihosia litura. L.— Orthosie à tache. Les larves coupent les racines des fraisiers. La chenille mange les feuilles en mai. 50. Tipula maculosa. Pachyrhina maculosa. — Tipule 27. Orthosia (Pachnobia) rubricosa. Hb. — Orthosie d’ocre inenaiée ! RENE Touse La larve mangeles racines des fraisiers. ge.
La chenille mange les feuilles. Papillon en mars, ACARIENS avril. 51. Phyllocoptes setiger. Nal. — Phyllocopte porte-soie. 28. Agrotis (Rusina) tenebrosa. Hb. — Agrotis sombre. A la face supérieure du limbe, petits tubercules La chenille mange les feuillesen février, mars. rouges. 29. Agrotis rubi. View. bella, Brkh. — Agrotis de la | 52. Aphelenchus fragariæ. Ritz. — Aphelenchus. du ronce, belle. S fraisier.
La chenille mange les feuilles en avril. Tige fortement épaissie. 30. Agrotis exclamationis. L. — Agrotis point d'excla- | 53. Aphelenchus ormerodis. Ritz. — Aphelenchus ? mation. Même renflement, mais de couleur blanche. La chenille mange les feuilles en juillet et août. > ee Mo Re Se Ca QE MYRIAPODES 31. Agrotis tritici. L.— Agrotis du froment. 84. Iul AN à Lu] hoté La chenille mange les feuilles et les racines au A on Sie D NT Lime Ar printemps. Creuse l’intérieur des fraises müres. 32. Agrotis segetum. L. — Agrotis des moissons. 55. Julus SHPOIEUS, L. lue sablonneux. É ALES Fe À Mange l’intérieur des fraises.
La chenille mange les feuilles en juillet et août. : ses Dh: ; : © 56. Tulus fragararium. Li. — Iule des fraisiers. 33. Triphæna pronuba. L. — Triphæna protectrice du DÉLNAeE : a Creuse et mange l’intérieur des fraises.
age. ve rocfri CF La chenille mange les feuilles au printemps. PAIE RUE (Ones te: me Ternes ë D ë Creuse et mange l'intérieur des fraises.
34. Acronycla rumicis. L. — Acronycta de la patience. ; à © : Un AH : OUTRE 58. Geophilus longicornis. — Géophile à longues antennes. La chenille mange les feuilles de juin à septem- : : ren Estutileen mangeant les chenilles.
35. Hadena ochroleuca. S. V. —Hadenajaune blanche. NÉMATODES La chenille mans les feuilles en mai et juin. 59. Tylenchus devastatrix. Kuh. — Tylenche ravageur. 36. Scopelosoma trisigmata. Grt. — Scopelosoma à trois Ralentit la végétation et annule la floraison. taches.
En Amérique, en mars et juin. MALADIES CRYPTOGAMIQUES 37. Episema (Perigrapha) cinctum. S. V. — Episema | 60. Ramularia Tulasnei. Sac. — Taches des feuilles. Cents Taches arrondies d'un brun pourpre sèches au La chenille mange les feuilles en avrilet mai. . utent 20 38. Phlogophora (Habryntis) scita. Hb. — Phlogophore 61. Micrococcus. Del. — Bactériose du collet. élégante Dessèchementdes feuilles.
SADIS ; su P.N La chenille mange les feuilles en juin. QE 39. Hyppa rectilinea. Esp. — Hyppa à ligne droite. La chenille mange les feuilles en septembre et a s ; Le cheval Bucéphale 40. Cidaria russata. Hb. — Truncata. Hfn. — Cidarie rouge foncé, tronquée. Nous avons consacré jadis un article au sujet de ce La chenille mange les feuilles en avril et août. cheval d'Alexandre, prototype d’une très ancienne race 41. Cidaria ligustraria. S. V. — Cidarie du troène.
La chenille mange les feuillesen avril.
de ce nom (à la tête debœuf, en grec) ; c’est-à-dire cheval à tête puissante et à forte encolure. Nous avons men-
tionné la circonstance dramatique où il en fit l'acquisition; après une galopade effrénée devant toute la cour, alors que personne n'avait osé le monter, seul Alexandre, malgré sa jeunesse, avait eu le talent de remarquer que ce qui l’effarouchait tant, c'était la peur de son ombre, qui sautillait autour de lui quand il tournait le dos au soleil, dont l’ardente clarté projetait en noir, sur un fond de sable blanc, son élégante silhouette. Cependant ce noble coursier n’était déjà plus de la première jeunesse. Il avait alors une quinzaine d'années, c’est-à-dire qu'il était à peu près du même âge que son maître. Il mourut dans l’Inde àtrente ans, sous les coups du fils du roi Porus, très peu d'années avant Alexandre.
Alexandre était le fils d'Olympias, la cinquième des sept femmes de Philippe, roi de Macédoine. Son père avait payé Bucéphale 13 talents, c'est-à-dire l'énorme somme de 65.000 francs! Pline dit 16, mais ce doit être une erreur, Car c’était déjà un beau prix et, d'autre part, Aulu-Gelle est d'accord avec Plutarque sur le chiffre de 13 talents. En outre l'historien Charès nous affirme qu'il fut acheté par un tiers (au Thessalien Philonicus), qui le donna ensuite au roi; on reconnait bien là l’économie et la ruse habituelle de Philippe malgré les trésors qu’il tirait deses mines d'argent.
Si l’on en croit Tzetzès dans ses Chiliades, Bucéphale aurait eu une ration de chair humaine dans son alimentation journalière ; mais on dit tant de choses fausses, que ce serait à vérifier. Nous ne croyons pas que cet affreux, détail ait été mentionné par d’autres auteurs anciens.
Bucéphale avait déjà plus de vingt ans, lors de la
fameuse expédition de son maitre en Asie. Aussi pour |
le ménager, son maitre ne le montait qu'au moment de sonner la charge, mettant en pratique ce dicton bien connu: qui veut aller loin ménage sa monture. Or, ce conquérant comptait aller au moins jusqu'aux Indes, c'est-à-dire jusqu'au bout du monde connu de son temps. Par le fait, il dépassa le bassin de l’Indus et atteignit même les confins de celui du Gange. Dansces conditions, Bucéphale ne lui servait que de cheval de guerre exclusivement; jamais il ne le montait dans ses voyages, pas même pour haranguer ses troupes avant le combat, ni pour passer ses soldats en revue; tant il tenait à ne pas le fatiguer d'avance en pure perte. Dans ces conditions, Bucéphale s’élancait comme un lion dans la bataille, et son large poitrail enfoncçait par sa masse tout ce qui lui faisait obstacle, sans craindre, plus que son maitre, les coups ni les blessures, Comme Alexandre, il fut maintes fois blessé et contusionné.
Alexandre, lancé à la poursuite de Darius, (emmené captif par le satrape Bessus qui l'avait trahi), avait été obligé de faire 165 lieues en onze jours (à raison de 45 lieues par jour) ; de sorte que Bucéphale n'avait pas pu le suivre, tenu en main par ses palefreniers, qui marchaient plus lentement. Il en résulta que, tandis que ce roi se trouvait dans l'Hyrcanie, sur les bords de la mer Caspienne, Bucéphale avait été capturé par les Barbares, dans le pays des Marses, situé moins loin à l’est (suivant Plutarque). Arrien prétend avec raison que c'était au pays des Uxiens. En effet le Vénitien Marco-Polo, dans son voyage en Orient, nous raconte que cette région s'appelait encore de son temps le royaume de Bal- Axaam ou de Bal-Oxien. Il assure même qu'on ytrouvait encore des Bucéphales (chevaux de la même race que celui d'Alexandre), et que leurs produits portaient tous, à leur naissance, la même marque au front.
Vivement affecté par cette disparition imprévue, Alexandre menacça ces Barbares du pays des Marses de les passer tous au fil de l’épée, avec leurs femmes et leurs enfants, dans le cas où son cheval de guerre ne lui serait pas immédiatement rendu. On le lui ramena bien vite, et il récompensa généreusement ceux qui le lui resti-
tuèrent, en leur payant une rançon conforme au service qu'on luirendait.
Bucéphale mourut dans l'Inde, accablé à la fois par l’âge, les fatigues et les blessures qu’il avait recues dans le cours de cette longue expédition.
Vivement regretté par son maître, lechevald'Alexandre donna son nom à la ville de Bucéphale, que ce conquérant bâtit en son honneur,sur les bords de l'Hydaspès le prin-. cipal affluent de l’Indus.
Dr BoUGoN.
TRAVAUX PRATIQUES DE BOTANIQUE
LES PLANTES VUES AU MICROSCOPE
Les cellules épidermiques de l'oignon; leur membrane et leur noyau.
Préparation. — Couper un oignon en deux ou mieux en quatre morceaux. Ecarter les écailles charnues (qu’il ne faut pas confondre avec les écailles sèches et rosées qui enveloppent le bulbe et dont nous parlerons plus loin) et en prendre une en particulier. À sa face concave (c'est-à-dire creuse), on remarque une fine membrane blanche, analogue à du papier à cigarette mouillé, qui la taoisse et qui s’enlève très facilement. Avec un canif ou avec une pince fine, on enlève cette membrane, qui représente l’épiderme supérieur de l’écaille, et, avec des ciseaux, on en isole un fragment de 4 à 5 millimètres carrés de surface. Transporter ce fragment avec le canit ou avec un petit pinceau dans une goutte d’eau placée au préalable sur une lame de verre et l’étaler avec soin de manière qu'il ne présente pas de plis. Recouvrir alors d’une lamelle mince, puis regarder au microscope.
Ce qu'on voit. — La préparation se montre formée de longues cellules polygonales bien limitées par une paroi (c'est la membrane des cellules) et allongées dans un sens. Dans certaines cellules — presque toutes — on voit un corps arrondi grisâtre : c’est le noyau, à l’intérieur duquel on distingue un ou deux points brillants, les nucléoles. Ce noyau est tantôt situé au milieu de la cellule et a alors la forme d’un disque, tantôt appliqué contre une paroi latérale, et, ainsi vu par sa tranche, montre qu'il est un peu aplati à la manière d'une galette. Quelquefois le noyau se montre divisé par une légère cloison : c’est un noyau qui est en train de se segmenter en deux.
Nota : l'espace compris entre le noyau et la membrane est occupé par le protoplasma, mais on ne voit pas celui-ci à cause de sa transparence : dans la manipulation suivante, on verra comment on peut le faire apparaitre.
Remarque : Si l'on veut voir les noyaux avec encore plus de netteté et, notamment, constater leur grande affinité pour les matières colorantes, on plonge le fragment d'épiderme dans quelques gouttes d’une solution de vert de méthyle dans de l’eau (en proportionquelconque) placée dans un verre de montre. Au bout de deux à trois minutes, on.enlève le fragment et on le transporte dans de l’eau acétique obtenue en mettant quelques gouttes de vinaigre dans de l’eau ordinaire contenue dans un autre godet. Une ou deux minutes après, on enlève le fragment avec un petit pinceau et on le monte dans une goutte d’eau, entre lame et lamelle.
Le protoplasma des cellules épidermiques de l'oignon.
Préparation. — Comme dans la manipulation précédente, isoler un petit morceau de l’épiderme supérieur
des écailles charnues de l'oignon. Placer ce fragment, bien à plat, dans une goutte de glycérine déposée sur une lame de verre etrecouvrir d’une lamelle mince. Observer de suite au microscope et regarder pendant quelques minutes pour suivre les phénomènes qui se passent à l'intérieur des cellules.
Ce qu'on voit. — Presque aussitôt que la glycérine a commencé à agir sur le fragment d’épiderme, on voit le contenu des cellules, c’est-à-dire le protoplasma se con tracter et abandonner peu à peu la paroi à laquelle il ne reste réuni que par quelques bribes. Bientôt celles-ci se contractent à leur tour, et, finalement, on ne voit plus, au milieu de la cellule, qu'une masse granuleuse concentrée, où, cependant, on distingue parfois encore le noyau. Cette préparation a donc pour résultat de montrer nettement le protaplasma, qui, dans la précédente manipulation, n'apparaissait pas à cause de sa transparence. Le phénomène par lequel ie protoplasma se contracte sous l'influence de la glycérine (ou d’autres liquides) porte le nom de plasmolyse.
Les granulations protoplasmiques des cellules épidermiques de l’oignon.
Préparation. — Comme dans la manipulation précédente, isoler un petit morceau de l'épiderme supérieur des écailles charnues de l'oignon. Le plonger, pendant cinq minutes, dans de l'eau iodée contenue dans un godet, puis le monter, dans une goutte d’eau, entre lame et lamelle., :
Ce qu'on voit. — Le protoplasma des cellules ne se contracte pas, comme dans la manipulation précédente, mais reste étalé. De plus, il apparait nettement à cause des nombreuses granulations qu'il contient et que l’iode a colorées en brun. Dans certaines cellules, on voit des espaces vides dans le protoplasma : ce sont les vacuoles. Le protoplasma se trouve surtout dans la partie périphérique des cellules et autour du noyau; des tractus protoplasmiques réunissent ces deux parties. Le noyau, dans la même opération, se colore généralement en jaune.
Les cellules mortes du liège.
Préparation. — Faire à main levée une coupe excessivement mince à la surface d’un bouchon (fin. autant que possible, comme ceux qui bouchent les produits pharmaceutiques). Observer au microscope après avoir mis entre lame et lamelle dans une goutte d'eau ou, mieux encore, d'alcool.
Ce qu'on voit. — On voit une masse de cellules quadrangulaires, étroitement réunies les unes aux autres sans laisser d'intervalles. Ces cellules ont une paroi brune, souvent un peu irrégulière, et ne contiennent rien : elles sont mortes, le protoplasma et le noyau ont disparu; seule la membrane imprégnée de subérine a subsisté. Dans beaucoup de ces cellules, on voit une grosse pulle paraissant noire : c’est une bulle d'air; sa présence indique pourquoi le liège est si léger et flotte sur l’eau.
Si au lieu de faire l'observation dans une goutte d’eau,
on a employé de l’alcool, les bulles d’air sont moins nombreuses parce que l’alcool a la propriété de « mouiller » beaucoup mieux leur paroi et d’en expulser l’air.
De place en place, les cellules sont plus étroites et moins larges : elles correspondent à ces lignes brunâtres que l’on remarque sur les bouchons et qui sont des lignes d'accroissement.
Les cellules mortes de la moelle de sureau.
Préparation. — Faire à main levée des coupes très minces à l'extrémité d'un bâton de moelle de sureau. Examiner au microscope après avoir mis la coupe entre lame et lamelle dans une goutte d’eau, ou mieux, @ans une goutte d’alcool.
Ce qu'on voit. — La coupe montre un grand nombre de cellules arrondies, réduites à leur membrane, mortes par conséquent et remplies d’air. Dans les membranes vues à plat, on remarque de petits points, souvent un peu allongés, tous dans le même sens : c'est ce qu’on appelle des ponctuations. Dans les endroits de la préparation où les membranes ont bien été coupées en travers et se montrent par leur surface de section, on peut remarquer que, de place en place, les membranes présentent des parties plus minces; ce sont encore les ponctuations, mais vues ici en coupe, tandis que précédemment elles étaient vues de face,
Nota: De place en place, au milieu des cellules claires de la moelle de sureau, on distingue des cellules brunes, au contenu noirâtre, ce sont des cellules à tannin.
Le mouvement protoplasmique chez l’élodée.
Préparation. — L'Élodée du Canada (Elodea Canadensis) est une plante assez commune dans les petits cours d'eau et les étangs ; elle a la propriété de pouvoir vivre longtemps dans les aquariums sans être enracinée, ce qui fait qu'on la trouve très facilement chez les marchands de poissons rouges. Elle vit entièrement submergée et porte, verticillées par trois, de petites feuilles vertes, plates, translucides, de moins d’un centimètre de long. Choisir une de ces feuilles en l’enlevant avec une pince (ou avec les doigts) et en la prenant le plus près du sommet d'un rameau de manière à l’avoir jeune et vivante. La mettre bien à plat dans une goutte d’eau, entre lame et lamelle. Observer au microscope, avec un fort grossissement, en portant surtout son attention sur les cellules de la nervure médiane ou contiguës à la nervure médiane.
Ce qu'on voit. — Dans les cellules — certaines d’entre elles tout au moins — on voit des grains de chlorophylle ovoides et verts, disposés tout le long de la paroi de la cellule, dans une masse d’aspect un peu mucilagineux, qui est le protoplasma. On voit ces grains se déplacer lentement le long de la paroi, entrainés qu’ils sont par le mouvement du protoplasma : ils font ainsi tout le tour de la cellule avec une vitesse plus ou moins grande. Dans certaines cellules, le mouvement a lieu dans le même sens que les aiguilles d’une montre. Dans d’autres, le mouvement a lieu en sens inverse.
Si le mouvement ne se produit pas ou est trop lent, il devient rapide et très net si l’on chauffe la préparation. Pour cela, un peut,par exemple, latenir pendant quelques secondes à 30 centimètres au-dessus de la flamme d’une bougie. On la remet alors sous le microscope et on observe le mouvement très actif des grains de chlorophylle.
Les cellules pierreuses de la poire.
Préparation. — Couper en deux une poire — de qualité inférieure, si possible. Gratter la chair avec un canif, de manière à avoir une très petite quantité de pulpe sur la pointe de celui-ci. Mettre cette masse dans une goutte d’eau placée sur une lame de verre et l'écraser le plus
possible avec le canif de manière à la dissocier. Recouvrir enfin d’une lamelle et observer au microscope.
Ce qu’on voit. — Au milieu d'un amas, au premier abord un peu confus, on voit les cellules pierreuses facilement reconnaissables à leur teinte jaunâtre, Elles ont un contour pentagonal ou allongé. Au centre de chacune d'elles on distingue la cavité médiane et, tout autour, des canaux qui vont jusqu’à la surface. Toute la partie où se trouvent ces canalicules est la membrane de la cellule qui est fort dure, ce qui à fait donner à ces cellules le nom de pierreuses; ce sont elles qui croquent sous la dent quand on mange des poires. Souvent ces cellules sont groupées à deux, à trois ou à plusieurs : on peut alors remarquer que les canalicules d’une cellule viennent se continuer avec les canalicules de la cellule voisine. Dans la préparation, on remarque aussi des cellules de formes diverses, mais claires et à parois minces: ce sont elles qui renferment le sucre de la poire; souvent ces cellules sont groupées en rayonnant autour d’un ilot
de cellules pierreuses.
H. Coupin.
