TECHNIQUE GÉNÉRALE. COLORATION

lendemain de l'inclusion, sont débitées en coupes très minces : 1 [a, 2 [a, 3 (i, étalées sur lame avec de l'eau albumineuse. Cet étalement doit être aussi parfait que possible, mais il faut éviter de trop chauffer la lame pour faciliter le déplissement; si la paraffine de la coupe est tant soit peu légèrement fondue, on doit la rejeter.

à0 Méthode de la coloration. — Nous nous sommes constamment servi de la même méthode de coloration préconisée par Sauer (1) et qui nous a donné d'excellents résultats. Nous avons ainsi de plus l'avantage d'avoir des coupes toujours facilement comparables.

4er temps. — On plonge les coupes, préalablement passées au xylol et à l'alcool absolu pour les débarrasser de la paraffine, puis lavées à l'eau distillée, dans une solution d'alun de fer à 1,5 p. 100 pendant une ou deux heures.

2e temps. — On les passe rapidement dans l'eau distillée.

3e temps. — On les immerge dans des tubes de Borrel contenant la solution suivante (ce mélange ne peut servir qu'une fois, car il s'altère très vite) :

Solution aqueuse d'hématoxyline à 0,5 p. 100 . . . . 100 cm. cubes. Solution aqueuse de permanganate de potasse à 1 p. 100 5 cm. cubes. On laisse les préparations au minimum, 3 heures.

Zi° temps. — Lavage très prolongé dans l'eau distillée courante (12 heures à 2/i heures).

5e temps. — On décolore les coupes dans une solution d'alun de fer à 0,50 p. 100. 11 faut suivre la décoloration sous le microscope. Lorsque le protoplasma cellulaire se présente avec une coloration bleue, variant du bleu pâle au bleu foncé, selon les désirs de 1 opérateur, et lorsque la bordure en brosse apparaît comme une bande claire incolore, on arrête la décoloration.

6e temps. — On plonge les préparationsdans l'eau distillée.

78 temps. — Rapide passage à l'alcool à 90°.

8° temps. — On met sur la préparation une goutte du mélange suivant :

Alcool absolu . . 15centim. cubes.

Solution saturée de fuchsine, acide dans l'eau distillée II à III gouttes.

La coloration se fait très vite et doit être surveillée sous le microscope. Lorsque la bordure en brosse et la membrane basale des cellules se colorent en rouge franc, tandis que le protoplasma est violet, on arrête la coloration par un lavage à l'alcool absolu.

Puis on passe auxylol et monte au baume ou mieux à la résine Damar.

Nous ne voulons pas affirmer qu'en suivant la technique précédente nous obtenons la structure normale de V êpithélium rénal, nous ne pouvons pas savoir si nos réactifs ne modifient pas les cellules et ne sont pas jusqu'à un certain point la cause de telle ou telle configuration de la cellule ou de tel ou tel aspect du protoplasma. Ce que nous cherchions à obtenir, c'est un procédé permettant de fixer les cellules dans toutes leurs parties (membrane basale, protoplasma, noyau, bordure en brosse), c'est surtout une méthode grâce à laquelle nous obtenions des préparations toujours identiques entre elles \ si les reins sont normaux et prélevés avec les mêmes précautions. Or, à ce double point de vue, notre méthode répond complètement à ces desiderata; nos figures sont toujours semblables (quand le rein est normal) à celles que nous représentons (Pl. I, fig. 1); et du moment que, toutes les fois que le rein est normal, on obtient le même aspect avec cette méthode, dès que l'aspect sera modifié, on sera en droit de dire qu'il s'agit d'une lésion et non d'un vice de fixation.

Nous tenons enfin à faire remarquer que ce serait dépasser notre penséb que de rejeter d'une façon systématique tous les autres procédés. Les fixateurs à base d'acide osmique notamment