L’acide carbonique et l’assimilation

L’acide carbonique mis en œuvre par l’assimilation provient, en dernière analyse, de l’air atmosphérique. Celui-ci est un mélange gazeux constitué, abstraction faite de quelques corps peu importants, par environ 80 parties en volume d’azote, 20 parties d’oxygène et une petite quantité d’acide carbonique (il n’y a que 3 parties en volume d’acide carbonique dans 10,000 parties d’air). Il est facile de montrer que l’air contient de l’oxygène. Pour cela, on fixe un morceau d’ouate imbibé d’alcool à une des extrémités d’un fil métallique de gros diamètre, recourbé deux fois à angle droit. L’alcool enflammé est introduit sous un vase cylindrique en verre. Si, alors, on plonge rapidement l’extrémité ouverte du vase dans l’eau, on remarque que le liquide s’élève aussitôt dans le vase et que la flamme s’éteint. L’al-

(I) Voy. Heinrich, Versuchsstationen , vol. 13, p. 136.

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cool a employé de l’oxygène pour sa combustion. 11 l’a enlevé à l’air du vase, et l’eau s’est élevée dans ce vase proportionnellement à laquantité d’oxygène disparue.

Il est aisé de montrer aussi que l’air atmosphérique contient de l’acide carbonique. On dirige un courant d’air, produit au moyen d’une

pompe à filtrer, dans de l’eau de baryte incolore. Celle-ci se trouble déplus en plus, parce que l’acide carbonique y produit un précipité de carbonate de baryum. Pour effectuer des recherches quantitatives sur la teneur en acide carbonique de l’air atmosphérique, on mesurera au moyen d’un compteur à gaz la quantité d’air extraite par l’aspirateur (on trouvera plus de détails sur la détermination de la teneur en acide carbonique des mélanges gazeux dans la troisième partie, à propos de la respiration) .

L’eau jouit de la propriété de dissoudre un certain volume d’air.

On place sous le récipient d’une machine pneumatique un verre à demi rempli d’eau ordinaire.

Dès qu’on fait le vide, la pression atmosphérique diminue rapidement à la surface du liquide et aussitôt l’air dissous se dégage. Si on a soin d’ajouter de l’eau de chaux ou de baryte, incolore, il se produit un trouble plus ou moins considérable : du carbonate de calcium ou de baryum se précipite. Le trouble qui apparaît alors, ne prouve pas d’une manière rigoureuse que l’eau contient de l’acide carbonique libre en dissolution; il peut aussi avoir été produit par de l’acide carbonique en combinaison dans le bicarbonate de calcium, qui pouvait se trouver dans l’eau employée.

Sans la présence d’acide carbonique dans le milieu ambiant (air ou eau), il ne peut y avoir assimilation, production de substances organiques et, par conséquent, aucun dégagement d’oxygène. On démontrera plus loin qu’il ne peut se former de matières organiques que lorsqu’il n’y a point manque d’acide carbonique. Qu’il nous suffise ici

Fig. 13. — Appareil pour démontrer que les plantes vertes ne peuvent dégager de l’oxygéne que lorsqu’elles ont de l’anhydride carbonique à leur disposition.

de démontrer expérimentalement que les cellules chlorophylliennes des plantes ne dégagent de l’oxygène, que lorsqu’elles ont de l’acide carbonique à leur disposition. Un flacon conique de verre, à fond plat, d’une capacité d’environ 400 c. c. , reçoit 300 c. c. à peu près, d’eau ordinaire On plonge ensuite un grand nombre d ’Elodéas dans l’eau, et on ferme l’ouverture du flacon au moyen d’un bouchon en caoutchouc, percé d’un orifice dans lequel on a introduit une des branches d’un tube de verre recourbé. Celui-ci est mis en relation avec un tube en U rempli de petits morceaux de potasse caustique et de pierre ponce imbibée d’une lessive de potasse (fig. 13). L’air, pour parvenir aux plantes, doit traverser le tube en U qui le débarrasse de son acide carbonique. Si nous exposons cet appareil à l’action de la lumière solaire directe, nous remarquons que nos plantes entretiennent un vif dégagement d’oxygène aux dépens de l’acide carbonique dissous dans l’eau. En prenant la précaution de ne point perdre de vue nos Elodéas , et en comptant de temps en temps, à peu près toutes les deux heures, le nombre de bulles dégagées par minute, on constatera que le dégagement d’oxygène diminue de plus en plus, pour s’éteindre dès que tout l’acide carbonique de l’eau aura été consommé (dans mes expériences, après 6 heures). En ouvrant l’appareil et en dirigeant une petite quantité d’acide carbonique dans l’eau, le dégagement d’oxygène recommence à la lumière (1).

13. Rapports volumétriques suivant lesquels l’échange des gaz s’effectue ’ pendant l’assimilation.

Dans les expériences que nous instituerons, nous nous servirons d’une méthode qui a été très exactement décrite par Pfeffer et qui a été employée aussi par Holle (2). On fait usage de l’appareil représenté par la fig. 14. Cet appareil consiste essentiellement en un tube de verre élargi à sa partie supérieure et dont la hauteur totale est d’environ 360 millim. La portion cylindrique c, qui a été calibrée, a une hauteur d’environ 260 millim. La région élargie 6, qui a une longueur de 70-75 millim., est surmontée par un petit tube ouvert a. Le volume total de l’appareil est d’environ 115-120 c. c., dont 75 appartiennent à la partie élargie. Le zéro de la graduation coïncide avec l’extrémité supérieure du petit tube a. Les degrés ne sont marqués que sur la portion cylindrique, dont le diamètre est de 14-15 millim.

Dans les recherches concernant les rapports en volumes suivant lesquels les échanges gazeux s’effectuent chez les feuilles en train d’assimiler, on aura soin d’enlever, quand c’est possible, la plus grande

(0 Voy. Frank Schwarz, Unter suchungen aus d. botan. Institut zu Tübingen, vol. 1, p. 97.

(2) Voy. Holle, Flora, 1877.

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partie du pétiole des matériaux d’étude. Autour du reste du pétiole, on enroule ensuite plusieurs fois un mince fil de fer d , de manière à fixer la feuille et à la mantenir droite. Cette feuille, assujettie au fil de fer, est alors poussée dans la portion cylindrique de l’appareil; opération qui réussit le mieux lorsqu’on prend la précaution de replier délicatement en arrière les bords de la feuille en l’introduisant dans le tube, où on la fait avancer au moyen d’une baguette.

L’extrémité inférieure de la portion cylindrique sera plongée dans un vase en verre contenant du mercure. A l’aide d’une pipette étirée en pointe et recourbée, on portera ensuite 0,3 c. c. d’eau dans la portion cylindrique de l’appareil , au-dessus du mercure. Sur le tube a , jusqu’à présent maintenu ouvert, on glisse un petit tuyau de caoutchouc, qui servira à mettre l’appareil en communication avec un aspirateur. Dès que celui-ci aura enlevé une petite quantité d’air, le mercure montera dans la portion cylindrique inférieure de l’appareil. A un moment donné, on fermera le tuyau en caoutchouc au moyen d’une pince. On introduira ensuite dans ce tuyau un morceau de baguette de verre que l’on fera descendre jusqu’au bord du petit tube a et qui, par sa surface polie et graissée, fermera complètement l’ouverture du petit tube.

On pourra procéder aux lectures nécessaires quand le mercure se sera élevé dans la portion cylindrique de l’appareil, et que, après un certain temps, les températures, des gaz se seront égalisées. Le volume occupé parle gaz sera mesuré à partir du ménisque concave de l’eau. On déterminera ensuite la hauteur de la couche d’eau et de la colonne de mercure au-dessus du niveau. Les hauteurs, exprimées en millim., de la colonne mercurielle et de la couche d’eau convertie en colonne mercurielle, constituent des pressions que l’on soustraira de la hauteur barométrique. La température et la hauteur barométrique doivent évidemment avoir été notées très exactement. Du volume du gaz, ainsi obtenu, on retranchera encore le volume du fil de fer ainsi que celui de la feuille : volumes que l’on peut établir aisément par un procédé très connu, c’est-à-dire par immersion. On le diminuera aussi de

LES ALIMENTS DES PLANTES

0,3 c. c., pour le ménisque de l’eau. Le volume gazeux réduit à 0° C., sous la pression qu’exerceraient 1000 millim. de mercure et pris à l’état sec, sera donc exprimé par la formule 1 :

V1 est le volume réduit du gaz; v représente le volume du gaz lu sur l’appareil; m, la correction pour le ménisque; b , la hauteur barométrique; b' , la hauteur mercurielle de la portion cylindrique de l’appareil, que l’on doit soustraire; b 2, la tension de la vapeur d’eau à la température de t°.

On introduit maintenant une petite quantité d’acide carbonique dans l’eudiomètre (environ 8 c. c.) et on détermine derechef le volume gazeux à l'intérieur de l’appareil. En soustrayant le nombre exprimant le volume primitif du nombre représentant Je volume obtenu en second lieu et réduit, on obtiendra le volume d’acide carbonique employé. On aura soin de toucher le moins possible l’appareil en introduisant l’acide carbonique et en général en effectuant les opérations précédentes, de manière à avoir très rapidement une température uniforme avant les lectures (en 10-20 minutes environ).

Toutes ces recherches analytiques doivent être entreprises en l’absence de lumière solaire directe. L’appareil pourra cependant être exposé à l’action des radiations directes du soleil pendant quelques heures quand on y aura introduit l’acide carbonique, afin de provoquer une assimilation énergique. Après cette exposition, on pourra enlever la feuille de l’eudiomètre pendant environ deux heures. Dès que l’eudiomètre sera complètement refroidi, on lira le volume occupé par le gaz. A l’aide d’une pipette fermée à son extrémité supérieure et chauffée par la température de la main, de la potasse est versée ensuite dans la portion cylindrique de l’appareil. On détermine de nouveau le volume gazeux, quand l’acide carbonique qui n’est pas décomposé par le phénomène de l’assimilation, aura été absorbé.

Les expériences concernant les échanges gazeux qui s’effectuent pendant l’assimilation, se feront de préférence avec des feuilles de Prunus laurocerasus et de Nerium. Ces feuilles devront avoir été exposées à la lumière avant d’être employées, afin qu’elles ne détiennent pas dans leurs tissus l’anhydride carbonique absorbé. Elles resteront de 3 à 6 heures exposées à la lumière dans l’eudiomètre; pendant ce temps, une quantité importante de l’anhydride carbonique introduit peut être décomposée, surtout à l’action de la lumière solaire directe. Remarquons qu’il suffira d’introduire 6-8 c. c. d’anhydride carbonique dans l’eudiomètre. Il convient dans beaucoup de cas, notamment quand l’intensité de la lumière solaire à laquelle les feuilles sont soumises est très considérable, de recouvrir Teudiomètre d’une

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cloche à double paroi contenant de l’eau, pour que les feuilles et le gaz ambiant ne s’échauffent pas trop fortement. Dans une lumière trop intense, on pourra d’ailleurs ombrager quelque peu l’eudiomètre en se servant d’écrans de papier. Pour étudier l’influence des lumières colorées sur l’énergie de la décomposition de l’anhydride carbonique, on place l’eudiomètre sous des cloches en verre à double paroi contenant des solutions colorées (voy. l’ouvrage cité de Pfeffer).

La façon dont les feuilles se comportent vis-à-vis de la lumière blanche nous intéresse ici plus particulièrement. Sous l’action de cette lumière, des quantités considérables d’anhydride carbonique sont décomposées en peu de temps et on pourra s’assurer, si on a suivi ponctuellement la méthode indiquée, que le volume gazeux qui reste dans l’eudiomètre après avoir exposé les feuilles à l’action de la lumière solaire, est précisément le même qu’auparavant. On fera naturellement abstraction de très petites différences qui sont du domaine des erreurs d’observations. Il se dégage donc pendant l’assimilation une quantité d’oxygène dont le volume est égal à celui de l’anhydride carbonique décomposé.

14. Preuves macro et microchimiques de la présence d’amidon dans les organes

de l’assimilation.

Dans un très grand nombre d’organes végétaux verts, l’amidon constitue le premier produit facilement visible de l’assimilation. C’est une tâche des plus banales pour le physiologiste, que de montrer l’existence de cet amidon dans les organes qui servent à l’assimilation. Cela peut se faire soit par voie macrochimique, soit par voie microchimique. Nous examinerons d’abord la première voie.

La méthode la plus simple est celle dont Sachs (1), dans ses expériences remarquables, a le premier fait usage. Elle consiste à placer pendant quelques minutes dans l’eau bouillante les matériaux d’étude dont on cherche à observer le contenu amylifère, et de les porter ensuite dans de l’alcool très fort, chauffé à 60° C. (il est très avantageux de travailler avec des feuilles de Tropæolum , à’ Helianthus, de Solanum ou de Phaseolus). En employant une grande quantité d’alcool, tout Je contenu chlorophyllien des feuilles disparaîtra rapidement et, au bout de quelques minutes, les matériaux d’étude deviendront incolores. On place ensuite les feuilles dans une dissolution d’iode, qui se prépare en dissolvant une très grande quantité d’iode dans de l’alcool très fort, et en ajoutant à ce liquide autant d’eau distillée qu’il en faut pour que la solution possède à peu près la couleur d’une bière foncée. Les feuilles sont laissées pendant une demi-heure, une heure ou même plusieurs heures dans cette dissolution, jusqu’à ce

(1) Voy. Sachs. Arbeiten d. botan. Instituts in Würzburg, vol. 3, p. 1.

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qu’elles n’éprouvent plus de changement de coloration. Elles sont ensuite enlevées de la dissolution à l’aide d’une pince et déposées dans une capsule en porcelaine blanche remplie d’eau. En l’absence d’amidon, les feuilles saturées d’iode se montrent d’un jaune-clair ou d’un jaune de cuir. Lorsqu’elles possèdent de l’amidon en petite quantité, leur couleur s’assombrit, et s’il y en a en grande quantité, elles prennent une couleur noire plus accentuée. Abandonnés pendant plusieurs heures dans une assiette contenant de l’eau, les matériaux d’étude riches en amidon et saturés d’iode présentent souvent une coloration bleue. Cette couleur était particulièrement accusée dans les expériences que j’ai entreprises avec des feuilles de Tropæolum.

Quand il s’agit de montrer par voie microchimique la présence ou l’absence d’amidon dans les organes de l’assimilation, les matériaux d’étude (par exemple des filaments d’algues ou des sections transversales minces de feuilles, etc.) sont plongés dans de l’alcool fort et chaud, afin d’opérer l’extraction du pigment chlorophyllien. Les préparations, décolorées sont plongées ensuite dans une dissolution d’hydrate de potassium de moyenne concentration, pendant peu de temps si la solution est chaude, pendant vingt heures si elle est froide. Après avoir été soigneusement lavées, elles sont traitées par l’acide acétique dilué, jusqu’à neutralisation complète de l’hydrate de potassium. On les lave de nouveau et on les dépose dans une goutte d’une dissolution d’iode et d’iodure de potassium (préparée en dissolvant 0,05 gr. d’iode et 0,2 gr. d’iodure de potassium dans 15 gr. d’eau (1). La méthode qui va suivre permet de montrer aisément la présence de l’amidon dans les cellules végétales vertes (2). Les matériaux d’étude (j’ai employé, avec un succès tout particulier et sans leur faire subir de préparation préalable , des feuilles (TElodea canadensis et de Funaria hygrométrie a) étaient placés sur le porte-objet dans une goutte d’une dissolution d’hydrate de chloral (5 p. d’hydrate de chloral sur 2 p. d’eau), sans procéder à l’extraction de la chlorophylle ou après avoir enlevé cette substance, ce qui est souvent nécessaire. L’examen des matériaux d’étude pourra se faire immédiatement après l’addition de quelques gouttes de la solution iodurée d’iode. La chlorophylle est dissoute et les grains d’amidon, légèrement gonflés, prennent une belle coloration bleue. Les matériaux d’étude amylifères, après avoir été traités par l’hydrate de potassium et l’acide acétique étendu, donnent la même coloration avec la solution iodo-iodurée.

Pour nous assurer que l’amidon produit pendant l’assimilation ne se forme pas en n’importe quel point de la cellule, mais seulement dans les corps chlorophylliens, nous choisirons de préférence, comme

(1) Voy. Bœhm, Sitzungsberichte d. Akad. d. Wiss. zu Wien, vol. 22, p. 479, et Sachs, Botan. Zeitung, 1864, p. 291.

(2) Voy. A. Meyer, Dus chlor ophyllkorn, 1883, p. 28.

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matériaux : des spirogyres, des Zignemas ou des feuilles de Funaria liygromelrica. Nous ferons usage de la méthode exposée en dernier lieu, tout en ayant recours aussi à l’hydrate de chloral.