Les mouvements de variation spontanés

Chez différentes plantes ( Mimosa , Oxalis , Trifolium ) , on observe des mouvements de variation spontanés dans les feuilles pourvues de renflements moteurs. Ils se produisent par suite de variations, sous l’influence de causes internes, dans la dilatation due à la turgescence des cellules des parties antagonistes des renflements. Pour étudier les mouvements de variations spontanés, nous choisirons des Trifolium pratense comme matériaux d’étude. Les plantes seront issues de semences dans un pot de fleurs. Quand les plantes seront arrivées à un degré déjà assez avancé de développement, il conviendra d’écarter les individus délicats et de ne garder pour l’observation que les plus forts. Comme on l’a déjà mentionné, les feuilles de Trifolium réagissent très énergiquement par leur mouvement sous l’alternance du jour et de la nuit. Pour éviter le plus complètement possible ces mouvements, portons le pot de fleurs avec le Trifolium dans une armoire obscure ou sous une boîte de carton, et nous le laisserons dans l’obscurité jusqu’au jour suivant.

Les observations proprement dites vont alors commencer. De temps en temps, à peu près toutes les demi-heures, nous déterminons la position de certaines folioles de trèfle. Le mieux, c’est de relever leur position à l’aide d’indices. De nombreuses expériences, que j’ai faites à une température d’environ 18° C., m’ont montré que les folioles de Trifolium pralense exécutent dans l’obscurité des mouvements de va-et-vient dont l’amplitude atteint environ 90°. Il faut quelques heures pour chaque oscillation.

Les folioles du Desmodium yyrans, plante qui est maintenant souvent cultivée en serre, sont douées de mouvements de variation spontanés très énergiques. Ces folioles présentent un mouvement continu sous une température élevée. Elles décrivent une courbe elliptique, dont le grand axe est à peu près parallèle au pétiole commun. J’ai trouvé, par exemple, qu’une foliole latérale décrit un circuit entier en 2 minutes 1/2 par une température de 25° C. Le côté ascendant de la courbe n’était pas parcouru aussi rapidement que le côté descendant.

199. Influence des conditions extérieures sur quelques mouvements de variation.

On a déjà souvent montré Pinfluence des conditions extérieures sur les mouvements de variation. Nous donnerons ici de nouveaux détails. Pour montrer Pinfluence de la vapeur d’éther ou de chloroforme sur les renflements du Mimosa pudica , je puis recommander, par expérience personnelle, d’opérer de la façon qui va être décrite. Une feuille coupée, dont les folioles ont été rassemblées à la suite d’une faible excitation, est placée avec son pétiole dans un petit verre contenant de Peau. Ce verre se trouve sur une assiette dans laquelle on a versé de l’éther ou du chloroforme. Après avoir recouvert l’assiette avec une cloche de verre, la plante est soumise à l’action directe de la lumière du soleil. Pendant la narcotisation, qui dure quelques minutes, les folioles s’ouvrent complètement. Mais elles ne sont plus sensibles alors à l’attouchement ou au choc. Leur état de sensibilité revient cependant si l’on porte la feuille de Mimosa dans une atmosphère exempte d’éther et de chloroforme, mais contenant beaucoup de vapeur d’eau.

L’expérience suivante est très instructive. La face inférieure du renflement d’un pétiole primaire de Mimosa est excitée à de courts intervalles et à diverses reprises à l’aide d’une petite baguette de bois (dans mes expériences, l’excitation durait 5 ou 6 minutes avec des intervalles d’une demi-minute, et la face inférieure du renflement recevait plusieurs coups après chaque demi-minute). Si on abandonne la plante à elle-même sous une cloche de verre, le pétiole primaire, penché, se redresse en quelques minutes. Malgré cela, le renflement ne réagit

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plus à l’attouchement. L’organe moteur est devenu insensible à une nouvelle excitation à cause de l’attouchement trop souvent répété, mais il reprend sa sensibilité après un court laps de temps. Les folioles de Mimosa étalées sous l’action narcotique de l’éther ou du chloroforme, et le pétiole primaire redressé sous l’action des chocs successifs, ne redeviennent sensibles qu’après quelque temps. Ce fait présente un intérêt particulier. 11 montre, notamment, que les causes d’où dépendent le retour de la sensibilité dans les organes foliaires du Mimosa, d’une part, et cette sensibilité, d’autre part, ne peuvent être confondues.

Si, pendant un long laps de temps, on n’arrose pas la terre dans laquelle croît un Mimosa , et surtout si on laisse la plante soumise aux conditions normales de vie , la sensibilité à la secousse et à l’attouchement diminue de plus en plus dans les folioles par suite du manque d’eau. Dans une expérience que j’ai faite à une température d’environ 20° G., les folioles de Mimosa avaient acquis, après 4 jours, une insensibilité complète à l’attouchement. Les folioles rendues rigides par la sécheresse sont ouvertes, elles ne paraissent nullement flétries. Elles reprennent leur excitabilité quand la plante est de nouveau abondamment fournie d’eau.

Si on expose un Mimosa à une température inférieure à 15° C. (par exemple 10° G.) pendant quelques heures, la plante devient rigide à cause du froid. La sensibilité à l’attouchement, comme à l’alternance d’éclairage du jour et de la nuit, disparaît. La sensibilité normale revient quand ou transporte alors la plante dans un endroit où la température surpasse 15° G.

Lorsqu’il s’agit de mettre le Mimosa dans un état de rigidité sous l’action d’une température élevée, on place les plantes dans un thermostat convenable dans lequel règne une température de 40° G. Après une heure environ (à 55° G., en beaucoup moins de temps}, on obtient le résultat cherché. Les folioles se sont rassemblées d’elles-mêmes vers le haut sous l’action de la lumière. Des conditions convenables de température ramènent le Mimosa à l’état normal en quelques heures.

ADDENDA (î).

g 7. — Nous donnerons encore quelques explications sur l’emploi du microspectroscope dans les recherches sur le spectre d’absorption de la chlorophylle. Nous travaillerons, par exemple , avec l’oculaire spectral, fourni par Zeiss de Iéna et qui est pourvu d’un prisme de comparaison ainsi que d’un tube gradué. Quelques corps chlorophylliens et des tissus très minces seront déposés sur le porte-objet dans une goutte de glycérine iodée diluée, recouverts d’une lamelle et disposés de la façon habituelle. A l’aide d’une vis, nous rétrécirons l’ouverture aussi fortement que possible , puis nous introduirons seulement alors le prisme dans l’oculaire. La bande I, dans le rouge, et l’absorption continue dans la partie la plus réfrangible du spectre s’aperçoivent alors d’une façon distincte (voy. p. 18). Dans les expériences sur des feuilles entières, sur celles de Quercus , par exemple, il suffira de les placer sur la platine du microscope et d’employer un objectif faible. Si nous éclairons l’objet en dirigeant sur lui, à l’aide du miroir du microscope, la lumière diffuse du jour ou la lumière du gaz, nous n’apercevrons plus que les bandes I, II et III du spectre de la chlorophylle. En employant la lumière directe du soleil, les bandes IV et V apparaîtraient aussi, tandis que les bandes VI et VII ne pourraient être distinctement aperçues à cause de la forte absorption terminale. Nous pourrons montrer que les bandes I-V que nous avons observées correspondent bien aux bandes I-V delà solution chlorophyllienne, en nous servant du prisme de comparaison qui reçoit la lumière par un miroir spécial, et en examinant en même temps , à l’aide de ce prisme, une solution alcoolique de chlorophylle. Nous observerons alors une coïncidence presque parfaite dans la position des bandes d’absorption des deux objets; il n’y a de divergence entre le spectre de la solution et celui de la feuille qu’au voisinage du violet , et cette déviation est due au dissolvant employé (alcool).

Pour examiner des solutions alcool iques de chlorophylle à l’aide du microspectroscope, nous placerons ces solutions dans de petits vases à parois planes parallèles ou dans des tubes à réactions pouvant être

(1) Notes adressées par l’auteur pendant l’inipression et qui n’ont pu être intercalées dans le corps de l’ouvrage .

ADDENDA

placés sur la table du microscope. Les lignes I-1V sont faciles à voir lorsqu’on emploie des solutions concentrées de chlorophylle. Les lignes V-VK ne peuvent être aperçues distinctement que lorsque nous nous servons de solutions très étendues, et que nous opérons à la lumière solaire directe. Pour la détermination exacte de la position des lignes, nous graduerons l’échelle de l’appareil en nous servant des lignes de Frauenhofer.

Pour les lignes I-IV, on peut faire usage de la lumière d’une lampe lorsqu’on effectue, à l’aide d’un grand spectroscope, des recherches de précision sur le spectre d’absorption. Les lignes V-V1I ne peuvent être nettement distinguées les unes des autres qu’en travaillant à la lumière solaire directe. Et on obtient les meilleurs résultats en la dirigeant au moyen d’un héliostat sur le collimateur du spectroscope. Afin de pouvoir modifier l’épaisseur de leur couche, rapidement et à volonté, les liquides à examiner seront versés dans de petites boîtes à absorption, à parois planes parallèles, ou dans un haemoscope. On pourra se procurer cet appareil, ainsi que les boîtes, chez R. Muencke, Luisen-Strasse , 58, Berlin N. W.

g 18. — En cultivant des plantes dans les conditions indiquées dans le § 18, on remarque que les végétaux ne sont pas en état d’assimiler l’azotelibrede l’air atmosphérique. Toutefois, dans certaines conditions, cette assimilation est possible, comme nous l’ont montré des recherches récentes, d’une extrême importance, de Hellriegel (1). Tous les végétaux ne montrent pas ce phénomène remarquable, qu’on observe surtout chez les papilionacées. Pour s’en rendre compte, d’une façon générale, on effectuera les expériences qui vont être indiquées. Elles ne donneront qu’en été des résultats satisfaisants.

On recouvre d’une couche, de 3 cm. de hauteur, de fragments de quartz lavés et passés au feu le fond de quelques vases cylindriques en verre de 24 cm. de hauteur et 14 cm. de diamètre, pouvant contenir environ 4-5 kil. de sable. Sur ce quartz, on place une mince couche d’ouate, et on achève de remplir le vase avec du sable quartzeux dont les éléments mesurent, en moyenne, 0,2-0, 4 mm. On pourra se procurer un bon sable quartzeux tertiaire aux « Vereinigte Hohen-Bockaer Glassandgruben à Dresde, maison H. Weichelt et C°. » Avant d’être versé dans les vases, le sable subira une préparation. On mélangera 1 kilogramme du sable sec que l’on veut employer, avec 4 gr. de carbonate de calcium , 0 gr., 150 de phosphate acide de potassium, Ogr. 070, de chlorure de potassium, 0 gr. 070, de sulfate de magnésium (ces trois derniers sels dissous dans 150 c.c. d’eau) et une légère quantité de phosphate ferrique. Le sable, humide, sera ensuite versé dans le vase, où on lui imprimera de temps en temps de légères pressions. Chacun des vases recevra la même quantité de sable.

(1) Yoy. Hellriegel , Zeitschrift d. Vereins f. Rübenziickerindustrie, novembre, 1888.

ADDENDA

Comme plantes d’étude, on emploiera de l’avoine et des pois. Les semences devront s’être développées très normalement et posséder un poids moyen. Elles seront mises à germer entre des feuilles de papier à filtrer. Douze germinations d’avoine et six do pois seront introduites dans le sable des différents vases. Après un certain temps, on retirera soigneusement de chacun des vases 6 germinations d’avoine et 3 de pois, de manière que des fragments de graines et de racines ne restent pas dans le sable. Les vases resteront donc pourvus alors des 6 germinations d’avoine et des 3 germinations de pois les mieux développées. On les placera au soleil dans un jardin , et on ne leur fournira un abri protecteur que par la pluie et les vents violents ou pendant les journées trop chaudes. Chaque jour, on pèsera les vases afin de pouvoir remplacer l’eau évaporée. Dans ces vases, le sable n’aura donc pas été mélangé de combinaisons azotées. Dans certains autres vases, on versera de la façon qui vient d’être décrite un sable contenant de plus 2 gr.,00, 1 gr.,50, 1 gr.,00, 0 gr.,50 ou 0gr.,10 denitrate de calcium (1). Dans le cours de l’été, on observera que les plantes d’avoine qui n’ont point reçu de nitrate de calcium végètent très misérablement, et que le rendement des plantes d’avoine augmente avec la teneur de leur sol en nitrates. Dans les cultures de graines de pois, au contraire, il n’existe pas' de relation précise entre la teneur en nitrates et le rendement, ce qui provient de ce que les pois peuvent se développer très vigoureusement dans le sol en l’absence de nitrates.

Ce phénomène remarquable , que présentent les pois, a conduit à supposer qu’ils devaient être en état de se fournir d’azote d’une façon particulière, et les expériences qui vont suivre fourniront quelques renseignements à cet égard. On fera usage de vases ayant les mêmes dimensions que les précédents. Avant d’être employés , ils seront soigneusement lavés à l’aide d’une solution de sublimé (1 pour 1000) et à l’alcool. Les pierres qui serviront au drainage, l’ouate et le sable seront stérilisés par un long séjour sous une température de 150°C. La solution nutritive non azotée sera additionnée de 25 c.c. d’extrait du sol par vase de culture. Cet extrait sera préparé en laissant reposer 8 gr. d’un sol riche en humus avec 100 gr. d’eau (souvent pendant plusieurs heures), jusqu’à ce que la majeure partie du sable et de l’argile se soit déposée. On retirera ensuite 25 c.c. du liquide trouble. Dans quelques essais, ces 25 c.c. seront mélangés directement avec la solution nutritive stérilisée par l’ébullition ; dans d’autres, l’extrait du sol sera au préalable stérilisé. Lorsqu’on aura rempli les vases de sable mouillé à l’aide des solutions nutritives, on recouvrira ce sable d’ouate stérilisée. Celle-ci restera étendue pendant la durée des expériences de culture. Les graines (avoine, pois) ne seront mises à germer qu’après

(1) Ces quantités de nitrate ne doivent pas être ajoutées à 1 kil. de sable, mais à toute la masse de sable de chaque vase.

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avoir été stérilisées par une immersion de 2 minutes dans une solution de sublimé (1 pour 1000) et un lavage minutieux dans l’eau bouillie. Les vases de culture seront alors portés au jardin et traités de la façon indiquée plus haut. L’eau distillée qui servira à l’arrosage devra évidemment avoir été stérilisée avant d’être employée. Si on effectue les expériences avec soin, on verra que l’avoine (et les graminées se comportent, en général, d’une façon analogue) végète misérablement dans le terrain sans nitrates, que celui-ci possède ou non de l’extrait du sol stérilisé, ou pas stérilisé, dont la teneur en azote est si minime qu’on peut à peine en tenir compte. Les pois (et d’autres papilionacés se comportent d’une façon analogue) ont un développement très luxuriant dans un sol sans nitrates en présence d’extrait non stérilisé, et leurs racines sont garnies d’un grand nombre de petits tubercules. On obtiendra des données plus précises sur le rendement des plantes en pesant leur moisson. Dans les essais avec de l’extrait stérilisé, on remarquera que les pois sans petits tubercules ont un aspect très misérable. Les . pois et d’autres papilionacés peuvent donc, dans certaines circonstances, se développer d’une façon tout à fait normale en l’absence de combinaisons azotées dans le sol. Mais cela n’est possible que lorsque les bactéries ne manquent pas dans le sol et qu’on les lui fournit avec l’extrait. Ces microorganismes, qui vivent en relation symbiotique avec les papilionacées, forment les petits tubercules des racines et possèdent la propriété de rendre l’azote libre de l’air utilisable pour les papilionacées (1).

g 22. — Dans la partie de ce travail, où il s’est agi de la formation des matières albuminoïdes dans les plantes, on a pu constater que les plantes supérieures pouvaient, non seulement consommer de l’acide nitrique, mais encore de l’ammoniaque. Le§ 21 rend compte d’expériences permettant d’établir plus spécialement ce dernier fait. Les plantes de maïs, sur lesquelles on expérimentait, se développaient très bien dans la solution nutritive contenant de l’ammoniaque, indiquée dans ce§; on pourrait aussi recommander l’emploi d’une solution qui, sur 1000 c. c., contiendrait 0 gr., 15 de sulfate de magnésium, 0 gr., 12 de chlorure de calcium, 0 gr. 12, de sulfate de potassium, 0 gr., 50 de phosphate acide d’ammonium, ainsi qu’une légère quantité de chlorure de fer. La solution sera fréquemment renouvelée (à peu près tous les 8 jours). Avant de l’employer, on l’additionnera toujours d’une quantité suffisante d’ammoniaque pour qu’elle n’ait plus qu’une réaction légèrement acide.

Dans le § 22, on a mis en évidence les relations qui existent vraisemblablement entre le phénomène de la production d’albumine, d’une part, et celui de la formation d’oxalate de chaux, d’autre part. Ces relations et surtout la formation d’oxalate de chaux ont été récemment

(1) Autres indications bibliographiques :Fkank, Landwirthschl. Jahrbücher , 1888, vol. 17, p. 421, et Beyerinck, Botan. Zeitung , 1888.

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étudiées d’une façon détaillée par Schimper (1), ce qui nous oblige à faire connaître les observations et les expériences qui vont suivre.

Pour relever la présence d’oxalate de chaux dans les feuilles, les matériaux d’étude sont tués par une immersion dans l’eau chaude, puis traités par l’alcool et placés dans une solution d’hydrate de chloral, composée de 8 p. d’hydrate de chloral sur 5 p. d’eau (pour se rendre compte d’une façon générale de la méthode, je recommanderai l’emploi de feuilles, pas trop jeunes, d ’Humulus), Des fragments de feuilles sont alors examinés au microscope dans la lumière polarisée. Lorsque les niçois sont croisés, les cristaux d’oxalate de chaux se détachent en blanc ou en couleur sur un fond noir, et si les niçois sont parallèles, presque noirs sur un fond blanc.

En examinant de cette façon des jeunes feuilles d1 Ampélopsis, d’une part, et des feuilles âgées, d’autre part, nous observons dans le parenchyme de nombreux paquets de raphides et à peu près en nombre égal dans les deux cas. Mais la plupart des autres plantes dicotylées, qui ne contiennent pas dans leurs feuilles de l’oxalate de chaux sous forme de raphides, se comportent d’une façon tout à fait différente. Il suffira pour s’en assurer d’examiner des feuilles récemment épanouies et d’autres plus âgées d ’Alnus glutinosa, d ’Ulmus campestris et d ’Humulus. Les feuilles, dans chaque cas, seront cueillies sur des pousses croissant dans l'ombre ; ce qui permettra de constater que la quantité d’oxalate va en augmentant avec les progrès de l’âge.

On place une plante vigoureuse, cultivée en pot, de Pélargonium zonale, dans un endroit mal éclairé, de manière qu’elle ne puisse point assimiler. Dans le parenchyme des jeunes feuilles, on observe l’existence d’une petite quantité d’oxalate de chaux dont la formation est complètement indépendante de la lumière. Ce sel peut être par conséquent appelé oxalate de chaux primaire. Dans les conditions indiquées, lorsque les feuilles seront développées, la formation d’oxalate de chaux sera interrompue. Mais elle recommencera si les plantes sont soumises à la lumière. Il se produira alors de l’oxalate de chaux secondaire, dont la formation, à l’inverse de ce qui a lieu pour l’oxalate primaire, sera sous la dépendance de la lumière.

Les matériaux servantà la formation de l’oxalate de chaux sont, d’une part, l’acide oxalique produit dans les plantes par leurs transformations chimiques; d’autre part, la chaux absorbée de l’extérieur par leurs racines. Si, à l’aide de l’hydrate de chloral, on rend transparentes des feuilles de plantes de Polygonum Fagopyrum cultivées dans une solution nutritive contenant de la chaux, et qu’on les examine ensuite au moyen du microscope de polarisation, on trouvera de grandes quantités d’oxalate de chaux dans leur parenchyme. Le rôle de la chaux dans les plantes est très varié. Il faut toutefois lui attribuer un

(1) Voy. Schimper, Botanische Zeitung , 1888.

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rôle toujours important dans le phénomène de la végétation, car elle fournit aux plantes de l’azote, du soufre et du phosphore sous forme de nitrates, de sulfates et de phosphates.

Pour ce qui concerne plus spécialement le nitrate de calcium, il est certain que ce sel peut être décomposé dans la plante par l’acide oxalique, pour donner de l’oxalate de calcium et de l’acide nitrique qui est d’une très grande importance pour la production des matières albuminoïdes. Il faut cependant remarquer que, dans certaines conditions, le nitrate de calcium peut aussi se déposer dans la plante. Sur un porteobjet, on place des sections transversales, pas trop minces, de la tige d 'Helianthus tuberosus etd q Cucurbita ou de la feuille de Sambucus nigra et d’ Helianthus . Lorsqu’elles seront quelque peu desséchées, on leur ajoutera une goutte d’une solution de 0 gr. ,05 de diphénylamine dans 10 c. c. d’acide sulfurique pur. Si les coupes contiennent des nitrates, elles se coloreront en bleu. Dans les expériences sur les feuilles, comme j’ai pu l’observer notamment d’une façon très nette avec le Sambucus , on remarque que les plus grosses nervures sont riches en nitrates, tandis que le mésophylle en est très pauvre.

L’expérience qui va suivre donnera la preuve directe que les nitrates peuvent être élaborés dans les plantes. Deux Pélargonium zonale en pots sont soustraits à l’action de la lumière. La teneur en nitrates des feuilles des plantes croissant normalement est ordinairement minime ou même nulle. En examinant après 4-6 jours les feuilles des plantes tenues dans l’obscurité, on remarque qu’elles sont devenues très riches en nitrates. Place-t-on maintenant les plantes à la fenêtre de manière qu’elles soient vivement éclairées, après 8-14 jours, les nitrates auront de nouveau complètement disparu des feuilles. Si on traitait de la même façon des Fuchsia globosa ou des Pélargonium zonale, à feuilles fortement panachées, on constaterait qu’à la lumière, les nitrates n’ont pas disparu des feuilles presque dépourvues de chlorophylle.

Il résulte de là que la décomposition des nitrates est sous la dépendance de la lumière et de la teneur en chlorophylle des feuilles. L’élaboration de l’acide nitrique et la production des matières albuminoïdes , d’après des recherches récentes, ne peuvent avoir lieu dans l’organisme des plantes supérieures que dans les cellules vertes et sous l’action de la lumière. Je suis d’avis qu’il n’existe qu’une relation indirecte entre l’élaboration de l’acide nitrique ou la production d’albumine, d’une part, et l’activité des grains de chlorophylle ainsi que l’éclairage, d’autre part. Dans mon opinion, les produits de l’assimilation (glucose et amidon) ne sont pas en état deformer des matières albuminoïdes avec l’acide nitrique. Ce phénomène n’a lieu que lorsque l’acide nitrique agit par l’intermédiaire du protoplasme sur les corps organiques qui se trouvent en quelque sorte à l’état naissant. Cette hypothèse permet d’expliquer la relation indiquée. Le tissu vert des feuilles serait par conséquent l’endroit où s’effectuerait la production d’albumine. L’action de l’acide

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nitrique sur les corps organiques non azotés donnerait comme produits intermédiaires des acides amidés et des amides, et les éléments du liber mou des faisceaux libéro-ligneux, surtout les tubes criblés, serviraient au transport des matières albuminoïdes formées.

§ 35. — Pour diverses expériences instructives sur les bactéries, nous emploierons d’abord les spores de Bacterium Termo . Nous laisserons des pois se corrompre dans l’eau et nous porterons une goutte du liquide obtenu dans la solution nutritive de Cohn (200 grammes d’eau, 1 gr. de phosphate acide de potassium, 1 gr. de sulfate de magnésium, 2gr. d’acétate neutre d’ammonium et 0 gr., 1 de chlorure de calcium). En transportant à diverses reprises une goutte infectée dans une nouvelle solution nutritive, nous obtiendrons finalement une culture pure. Les solutions nutritives, d’abord laiteuses et troubles, formeront à leur surface une mince membrane verdâtre (zooglea avec des bactéries en repos). Dans une goutte d’eau contenant des bactéries, déposée sur un porte-objet et recouverte d’une lamelle, nous observerons sous un fort grossissement des spores animées d’abord d’un vif mouvement. Par suite de la nécessité qu’elles éprouvent d’avoir de l’oxygène, elles seront bientôt rassemblées au bord de la lamelle, et reviendront peu à peu à l’état de repos. Si nous portons, en plus des bactéries, un filament d’algues dans la goutte du liquide, nous remarquerons que le mouvement des bactéries sera interrompu aussi longtemps que la lumière agira sur les corps chlorophylliens et que ceux-ci pourront assimiler. Les champigons se réuniront dans le voisinage immédiat du filament, et ce mouvement fournira la preuve qu’il y a production d’oxygène pendant l’assimilation (Engel mann, Pfeffer).

Pfeffer a montré que le Bacterium Termo n’est pas seulement susceptible de mouvements provoqués par l’action de l’oxygène, mais encore par celle d’autres corps. Le Bacterium Termo n’est pas seulement trophotropique, mais encore aérotropique. Nous déposerons une goutte d’eau contenant des bactéries sur un porte-objet, et nous la recouvrirons d’une lamelle reposant sur un petit morceau de carton, afin que les bactéries ne soient pas privées d’oxygène. Puis nous introduirons sous la lamelle la pointe d’un fin capillaire contenant une solution d’asparagine ou d’extrait de viande. Les bactéries pénétreront bientôt dans le capillaire, et, après 2-5 minutes, l’ouverture de ce tube sera complètement bouchée par des bactéries. Plus tard, les bactéries se sépareront, car la substance nutritive se répandra de plus en plus par diffusion.