TETE

UE

On désinfectera avec le

Fig. 103. — Cage pour animaux. plus grand soin (flambage,

solutions antiseptiques) les

cages ou bocaux qui viennent d'être habités par des animaux inoculés.

Tout animal mort, qu'il soit ou non inoculé, sera autopsié, en vue de connaitre la cause de la mort : ce peut être l’amorce d’une épizootie, et il faut en être prévenu au plus tôt. Si les décès se répèlent, procéder à l'isolement et à l'éloignement des « suspects », comme on le fait pour les épidémies ou les épizooties.

Certaines expériences particulièrement dangereuses exigent des précautions spéciales. Les animaux inoculés de peste, par exemple, seront abrités par une paroi susceptible d'arrèler les insectes. Les petits animaux peuvent être placés simplement dans un bocal couvert de grillage fin maintenu solidement, ou dans une caisse étanche (bidon à pétrole, boîte à biscuit) ouverte sur une seule face ; on complète la fermeture avec de la toile de moustiquaire ou de la gaze. Les inoculations du virus pesteux à de grands animaux ne doivent êlre faites que dans les Instituts spécialement organisés à cet effet.

MARQUES. — Il faut reconnaître les animaux inoculés. On peut les isoler

se contenter de marquer les cages ou bocaux. Dans une même cage, on distinguera les animaux : en les marquant de couleurs d’aniline variées ou d'acide picrique (surveiller, les couleurs s’effaçant après quelque

temps); en passant des boucles d'oreilles numérotées (se détachent assez souvent); chez le cobaye, en notant les détails multiples de la robe: chez le lapin, en pratiquant aux ciseaux une ou deux incisions à l'extrémité de l'oreille, et notant en outre la robe. En tout cas, ne jamais oublier de marquer les animaux inoculés.

Maladies des animaux de laboratoire.

Ces maladies sont nombreuses ; il faut connaître les plus fréquentes, surtout pour éviter de les confondre avec des infections inoculées expérimentalement.

Cobayes. — PsEUDO-TUBERCULOSE. — Assez fréquente, contagieuse. Les lésions simulent la tuberculose (tubercules). Nous la retrouverons plus loin (Voy. chap. Pseudo-ruberculoses).

AFFECTIONS BRONCHO-PULMONAIRES. — Fréquentes, aiguës, contagieuses, de nature variée. Entre autres agents pathogènes, on a décrit : ù

Un diplocoque non capsulé (Weber) ;

Un bacille court, mobile, poussant bien sur gélose, en couche crémeuse (Martini) ;

Un bacille court, ne prenant pas le Gram, cullivant facilement sur les divers milieux, ne coagulant pas le lait (lTartakowski).

… Prophylaæie : sacrifier les animaux malades. Séparer les animaux sains, isolément autant que possible, sinon par petits groupes. Désinfecter vigoureusement les cages, mangeoires, etc.

PasrEuRELLOSE. — Décrite par Phisalix, elle se traduit avant tout par du jetage et de la dyspnée pendant la vie, par des lésions pulmonaires à l’autopsie. Dans le sang et les viscères, on trouve un bacille présentant Les caractères des pasteurelloses (pasteurellose canine, chap. Pasteurelloses).

Prophylaxie : comme plus haut.

TRICHOMONAS CAVIÆ. — Ce parasite détermine parfois des épizooties très contagieuses et sévères (Galli-Valerio) ; entérite. A l’autopsie, parasites en abondance dans la paroi intestinale. Transmissible par ingestion.

Prophylaxie : comme plus haut.

SEPTICÉMIE A PSEUDO-PNEUMOCOQUES. — A la suite d’inoculations diverses, on constate parfois chez le cobaye la présence dans les organes d'un microbe très analogue au pneumocoque (Grenier.

Lapins. — Agcés. — Assez fréquents, particulièrement sous la peau, souvent très volumineux. Non ou peu contagieux. Inciser et traiter comme tout abcès chaud.

GaLe. — Très fréquente, très contagieuse ; localisée aux oreilles,

sous forme de croûtes épaisses ; acarus visible par examen microscopique. La progression des lésions amène des convulsions, des accidents épileptiformes, et aboutit à la mort.

L'affection est curable au début. Décaper, toucher avec un tampon imprégné de polysulfure de potassium à 5 p. 1000.

Surveiller souvent le chenil à ce point de vue.

Prophylaxie : comme plus haut.

PSEUDO-TUBERCULOSE. — Comme pour le cobaye.

Cocciniose. — Le Coccidium oviforme détermine la formation de kystes, blanchâtres ou blanc laiteux, ovoïdes, étagés le long des canaux biliaires, à la surface du foie, ou dispersés sur le péritoine viscéral. La ressemblance avec la tuberculose est grossière : kystes à contenu liquide, ou presque, superficiels, renfermant des parasites en quantité.

SEPTICÉMIES. — Elles sont fréquentes et variées.

Signalons d’abord l’une des plus intéressantes, la pasteurellose (Thoinot et Masselin), évoluant tantôt comme une septicémie pure, tantôt comme une bronchopneumonie. L'agent pathogène est une Pasteurella non spéciale au lapin (Voy. chap. XLIII). Les pasteurelloses sont contagieuses, à marche aiguë ; pendant la vie, prostration et diarrhée. La mort est fatale.

L'agent décrit par Kraus, sous le nom de bacille de l’influenza du lapin, provoqueune affection très contagieuse, très grave, avec fièvre, jetage et dyspnée : évolution subaiguë, mort. A l'autopsie, bronchopneumonie, pleurésie, rhinite. L'agent pathogène est un bacille mobile, ne prenant pas le Gram, poussant facilement sur milieux usuels, sans liquéfier la gélatine et sans coaguler le lait ; pathogène pour le lapin, le cobaye, la souris.

D'autres septicémies ont été signalées, provoquées par un microbe bien voisin du colibacille (Eberth et Mandry), par un microcoque ne prenant pas le Gram (Daremberg), etc.

Prophylaxie : comme plus haut.

SEPTICÉMIE À PSEUDO-PNEUMOCOQUES. — Comme chez le cobaye.

Rats. — Signalons, chez les rats gris (non chez les rats blancs) la présence fréquente de trypanosomes ; l'existence, plus rare, de la lèpre des rats (chap. Bacille de la lèpre); la possibilité d’une infection par le bacille de la peste.

Oiseaux. — Il existe tout d’abord des septicémies contagieuses, dues au colibacille : septicémie des poules, des pigeons. La psittacose (perroquet) reconnaît un agent spécial (Voy. chap. XXXII).

La poule esten outre sujette naturellement à nombre d'affections : choléra des poules (Voy. chap. XL), infection vibrionienne par le

Vibrio Metchnikovi (Gamaleia), etc. ; elle contracte fréquemment une diphtérie, contagieuse, provoquée par la bacille de la diphtérie humaine ou par tout autre microbe ; elle présente parfois de la tuberculose (tuberculose aviaire, chap. XLIX), ou de la pseudo-tuberculose | tuberculose zoogléique, chap. LI.

Dans le sang des diverses espèces d'oiseaux, on peut trouver des hématozoaires ou des trypanosomes.

Préhension, contention et anesthésie des animaux.

Prébhension et contention. — lousles animaux cherchent à se dérober quand en veut les prendre. Certains se défendent et sont difficiles à manier ; ils griffent ou mordent: chats, rats gris, parfois rats blancs. Il faut savoir les prendre, puis les maintenir.

Les animaux d'usage courant, lapin et cobaye, peuvent le plus souvent être maintenus sans appareils spéciaux. Mais certaines opérations, comme la ponction du cœur, la laparotomie, ou l’inoculation de virus dangereux, exigent une contention plus parfaile, instrumentale.

Les opérations sur les autres espèces sont failes de DESÉCENCE ou nécessairement pes contention instrumentale.

Il est bon de s'exercer à opérer seul, sans aide, toutes les fois que cela n’est pas impossible.

Lapin et cobaye. — Ils ne se défendent pas. Saisir par la peau du dos ou par une patte postérieure (cobaye), par la peau du dos ou par une oreille (lapin).

CONTENTION SANS APPAREILS. — Pour inoculation aux pattes postérieures saisir l'animal par une patte postérieure ; le placer ventre en l'air, tête en bas, entre les genoux de l'opérateur, en laissant déborder les pattes postérieures ; serrer doucement, pour maintenir, sans écraser.

Pour inoculation intrapéritonéale placer l'animal comme ci-dessus en Fig. 104. — Contention entre les genoux. laissant déborder l'abdomen et les pattes postérieures; faire reposer la colonne vertébrale de l'animal sur la cuisse gauche de l'opérateur. Appuyer la face palmaire du

Dorrer et Sacquépée. — Bactériologie, 2° édit. 13

poignet gauche sur les pattes postérieures de l'animal, mouvement qui a en même temps pour effet de tendre l'abdomen (fig. 104).

CONTENTION PAR UN AIDE. — Cela ne demande pas d'explications.

CONTENTION INSTRUMENTALE. — à. Pour inoculations dangereuses au cobaye (peste), il suffit de suspendre les animaux : utiliser la pince à mors ajourés (fig. 105), suspendre par lPœil d'une des branches.

b. Pour interventions délicates sur lapins ou cobayes, il faut maintenir les animaux à l’aide d'appareils spéclaux.

Appareils à contention. — Le plus simple est un plateau en zinc, à bords relevés, percés de trous pour fixer les . 105. — Pince à mors ajourés. attaches (fig. 107).

Fig

Veut-on fixer l'animal sur le dos : préparer quaire lacets en cuir, disposés en nœud coulant; glisser un lacet autour de chaque patte, serrer; renverser brusquemen’ l'animal, ventre en l'air, sur le plateau, passer rapidement un des lacets postérieurs dans un trou, l’autre lacet dans un

Fig. 106. — Appareil à contention :de Latapie.

trou symétrique; les nouer l'un à l’autre ou les assujettir séparément; fixer ensuite les pattes antérieures.

La fixation sur le ventre est très simple.

S'il faut immobiliser la tête, on peut la faire tenir par un aide, ou bien la fixer avec le mors de Malassez (fig. 108), ou tout autre appareil analogue, qu'on fixe au rebord du plateau à l’aide d’un étrier à vis.

Quand on doit faire appel couramment à la contention instru-

. mentale, il est beaucoup plus commode de s'adresser à des appareils spéciaux, dontles modèles sont nombreux. Nous citerons l'appareil de Latapie (fig. 106), {rès i ingénieux, mais difficile à désinfecter (plaeau en bois); l’appareil à plateau grillagé (fig. 407), commode

Fig. 107. — Plateau en zinc.

simpleet facile à nettoyer ; l'appareil de Debrandt, permettant l'immobilisation de tous les animaux de laboratoire.

Rat blanc. -— Animal très doux, mais s’effarouche facilement, ne cherche pas à se défendre et peut être pris à la main. La race tachetée est souvent moins commode. S'il est indispensable, on

Fig. 108. — Plat au grillagé avec mors de Malassez,

se servira d'une pince pour prendre l'animal : pince à forcipressure, longue ; saisir à la nuque.

CoNTENTION SANS APPAREIL. — Pour inoculer à la queue, on se contentera de placer l'animal sous une cloche, la queue débordant seule sous Le bord de la cloche soulevée très légèrement.

CONTENTION INSTRUMENTALE. — a. L'inoculation sous-culanée n'exige que de suspendre l’animal : saisir à la nuque avec une fore pince à forcipressure; passer l'œil d’une branche dans un crochet fixé au mur (fig. 109). Les deux mains sont libres.

b. Pour opérations importantes, on emploiera les appareils spéciaux.

Rat gris. — Animal très méchant; contention instrumentale avec ou sans anesthésie (Voy. Rat blanc).

Souris blanche. — Comme le rat blanc.

Chien. — Utiliser les dispositifs des laboratoires de physiologie, : ou les appareils indiqués plus haut. Toujours museler l'animal. Chat. — Toute opération délicate demande l’anesthésie.

Pour inoculations intrarectales, emprisonner dans un petit sac la partie antérieure du corps.

Anesthésie. — L'anesthésie est indispensable pour toutes les opérations délicates ou douloureuses. Les anesthésiques habituellement employés chez l’homme sont utilisables chez les animaux

Fig. 109. — Contention de la souris.

Lapin, cobaye. — On s’adressera de préférence au chloroforme; appliquer devant les narines une compresse (ou un cornet de papier-filtre) imbibée de chloroforme, attendre un instant, jusqu’à ce que l'apnée réflexe du début ait fait place à une respiration normale : l’anesthésie est à peu près immédiate; écarter la compresse. Au besoin, revenir plus tard à l’anesthésique. Ne pas donner les anesthésiques de la manière lente, plus dangereuse

Rat, souris, chat. — (Ces animaux supportent le Chicrotone suffisamment pour une anesthésie rapide, mais l’éther vaut mieux pour les opérations longues.

Placer les animaux sous cloche; jeter sous la cloche un tampon de coton imbibé d'éther. Enlever l'animal aussitôt qu'on le voit inerte; il faut surveiller pour éviler tout accident. Maintenir ensuite l’anesthés'e à l’éther suivant les besoins.

Matériel. — Le matériel comporte les instruments et accessoires d'usage courant en médecine ou en médecine vélérinaire ; il nous paraît inutile d'y insister longuement.

L'asepsie est de rigueur. On stérilisera les instruments et les accessoires avant toute inoculalion ; on désinfectera après.

A. Bistouris, ciseaux plats et courbes, pinces à dissection, pince à forcipressure, sondes cannelées,-ete., seront stérilisés, par chauffage à sec à 160°, ou par un antiseptique. L'ébullition, le chauffage rapide au bec Bunsen, sont applicables aux seuls instruments non coupants ni tranchants. Après Les opérations, laver et sécher soigneusement les instruments.

B. Outre les instruments chirurgicaux, il faut avoir sous la main :

De l’eau stérile, ou mieux de l’eau physiologique stérile :

Du cot n hydrophile stérile, en petits tampons ;

Du papier-filtre stérile, en petits fragments;

Du fil et des aiguilles stériles.

Il est utile de préparer des provisions de ces dive’s accessoires.

Comnie fil, utiliser la soie plate tressée (n°5 2 ou 3): on peut faire bouillir au moment du besoin. Mieux vaut préparer des tils stériles, adaptés ou non à une aiguille à suture;. enrouler le fil sur un tube de ER verre; placer dans un tube à essais; stériliser à S DIN l’autoclave. Le modèle de la figure 110 est également = commode ; on stérilise à l'autoclave le flacon renfermant la bobine de fil, disposée comme l'indique Fig. 110.— Bobine de fil la figure. Avant chaque opération, rejeter le bout de stérile. fil qui déborde.

C. Les seringues seront les mêmes que celles employées d'habitude en clinique.

Pour les besoins de la bactériologie une seringue doit, outre les qualités requises par ailleurs (étanchéité, solidité, facilité d'emploi) :

1° Se prêter à des stlérilisations répétées, même à l’autoclave;

20 Être graduée exactement.

On pourra toujours, si l’on en possède, utiliser les modèles anciens de Pravaz (piston en acier, ne supportant pas la chaleur) ou de Strauss (piston en moelle de sureau, facile à remplacer).

Les seringues tout en métal sont robustes, mais ne permettent pas de suivre l'opération.

On s'adresse de préférence anx suivantes :

La seringue de Debove : cylindre en verre, armature métalliqu extérieure, piston formé de rondelles d'amiante. Grandeurs diverses;

La seringue de Roux (pour sérothérapie) : cylindre de verre, piston en caoutchouc ou en durit (fig. 114). Capacité : 20 centimètres cubes;

Les seringues entièrement en cristal (genre Lüer), piston et cylindre (fig. 112). C'est un modèle très pratique, guère plus fragile

que les précédents, avec lequel on suit facilement la marche des injeclions ; aucune partie ne craint la stérilisation. Grandeurs diverses. On prendra des seringues de 1 ou 2, 5 ou 10 et 20 centimètres cubes.

Fig. 111. — Seringue de Roux.

D. Les aiguilles sont ou en acier, ou en platine iridié. Les premières, plus rigides, sont préférables le plus souvent. Elles ont le gros inconvénient de rouiller facilement ; on les conservera dans l’alcool, ou dans une solulion de borate de soude.

E. IL faut stériliser seringues et aiguilles. La simple ébullition suffit pour des inoculations courantes. S'assurer d’abord que l'aiguille s'adapte bien ; aspirer de l’eau avec la seringue pourvue de son aiguille; il ne doit passer aucune bulle d'air. Placer dans l’eau froide, en interposant au fond du récipient un corps isolant, compresse, double fond perforé, elc., chauffer doucement, faire bouillir quelques minutes. Une fois l’inoculation faite, laver la seringue et faire bouillir à nouveau.

Pour prélèvements de produits à ensemencer, il est nécessaire de stériliser à l’autoclave, l’ébullition pouvant laisser vivantesdes spores de saprophytes (B. sub- - tilis, etc. ; Voy. la technique, p. 213).

F. On peut inoculer & la pipette, à défaut de seringue. Effiler l'extrémité et la couder; perforer la peau au point choisi, avec la pointe d'un bistouri.

Opérer ensuite comme avec la seringue, la bouche remplaçant le piston pour aspi- À ; j rer ou refouler. Fig. 113. — Appareil pour inoculations.

G. Lorsqu'on a besoin d’inoculer des quantités relativement considérables, ilsera plus commoded’employer un appareil de grande

LES INOCÜLATIONS. 199

contenance, tel que celui de la figure 113; cette figure ne demande pas d'explications. |

Préparation et dosage des virus à inoculer, — Préparation. — On inocule soit des cultures, soit des produits pathologiques. :

À moins d'indication contraire, les produits virulents sont inoculés à l’état d’émulsion dans un liquide.

Cultures liquides. — Prélever une quantité largement suffisante de milieu, à l’aide d’une pipette; verser dans un vase stérile (verre, boîte de Petri); charger la seringue.

Produits pathologiques liquides (sang, pus, sérosilés, urines). — Le sang et certaines sérosités (exsudat méningé, épanchement pleural) se coagulent. On peut inoculer de suite après prélèvement. On peut encore défibriner le sang au préable (Voy. Analyse du sang), ou bien le recueillir dans l’eau physiologique additionnée de 1,5 p.100 de citrate de soude; 2 parties de solution citratée pour 1 partie de sang.

Le pus sera injecté tel que ou dilué dans l’eau physiologique, suivant sa consistance.

Les sérosités et les urines ne renferment généralement qu'un petit nombre de microbes pathogènes; il faut alors centrifuger, recueillir Le dépôt, Le diluer dans un peu d’eau physiologique.

Cultures solides. — La plupart des cultures sur milieux solides” peuvent être facilement émulsionnées dans un liquide (eau physiologique, bouillon) : verser le liquide dans un verre; prélever la quantité voulue de culture, la porter sur la paroi du verre, amener à son contact un peu de liquide, émulsionner et mélanger.

Certaines cultures très résistantes (tuberculose) seront traitées comme ci-dessous.

Produits pathologiques solides. — La plupart d’entre eux (produits inflammatoires, parenchymes d’organes) seront écrasés : les disposer au fond d’un verre; écraser avec un agitateur, à arêtes dures, lambé; verser peu à peu le liquide de dilution (eau physiologique). Attendre quelques minutes pour laisser décanter les particules les plus grosses, qui pourraient obstruer l'aiguille.

Procéder de même pour les cultures très solides.

Pour les tissus plus résistants (nodules fibreux ou f'bro-crétacés) : couper en petits fragments, disposer au fond d'un verre avec du sable stérilisé ; écraser. Laisser reposer ou filtrer sur linge fin.

Quand on veut obtenir une division plus régulière, on s'adresse à des broyeurs spéciaux : broyeurs Chalyboeus (modèle courant des inslituts vaccinogènes), broyeur Borrel, broyeur Latapie. =

Les tissus solides peuvent être inoculés tels quels, sans mañipu-

lation préalable, par insertion. Mais la dilution après broyage est presque toujours préférable.

POUR CHARGER LA SERINGUE. — S'assurer que la seringue fonctionne bien (en aspirant de l'eau stérile) et ne prend pas d'air. Aspirer le liquide en quantité voulue.

S'il passe quelques bulles d'air, on peut s’en débarrasser comme suit: prendre un papier-filtre stérile (celui qui couvre le verre, par exemple); renverser la seringue chargée; avec l'aiguille, traverser le papier de bas en haut; expurger l'air. Si du liquide s'échappe, il retombe sur le papier. Brûüler le papier.

En réalité, la présence de très peu d'air n’a d'importance que lors d'injection intraveineuse (embolie). D’ailleurs une bonne seringue bien chargée ne doit pas renfermer d'air.

Dosage. -- Lorsqu'il s'agit de cultures ou de produits liquides, il faut {oujours injecter une dose connue.

Pour cultures en milieux liquides, il suffit de s’en rapporter aux graduations de la seringue.

Pour les cultures en milieux solides, on dilue une quantité fixe de culture dans une quantité fixe de liquide : par exemple, une culture de vingt-quatre heures sur {ube ordinaire de gélose, dans 15 centimètres cubes d’eau physiologique.

Ces procédés sont très approximatifs, mais suffisants dans la pratique.

Plus exact est le procédé suivant :

Faire une émulsion témoin, en versant quelques gouttes de nitrate d'argent en solution dans une solution de chlorure de sodium à 4 p: 40000 (dans l'eau distillée). Prendre un tube vide de même diamètre que le témoin; y émulsionner la culture jusqu'à ce que la turbidité des deux tubes soit identique. Une épreuve (dilution sur plaques, p. 166) faite une fois pour toutes déterminera, pour chaque espèce considérée, le nombre des microbes contenus dans l'unité de volume de l’émulsion type.

On pourrait encore dénombrer les microbes par une technique imitée de celle de Wright-Harris-on (pour le vaccin antityphique) : mélanger la culture à une dilution de globules rouges, litrée au préalable; déterminer au microscope le nombre respectif des microbes et des globules; le nombre des globulrs étantconnu, un calcul simple donnera le nombre des microbes.

S'il est utile de doser très rigoureusement, on s’adressera de préférence à la mé.hode des pesées. IL faut des balances extrêmement sensibles.

Technique des inoculations.

On peut inoculer dans les divers organes ou tissus. Les inoculations peuvent être faites par injection, insertion, inhalation où ingestion. Nous étudierons la technique de l'injection par

les diverses voies, en annexant, chemin faisant, ce qui concerne l'insertion, l’inhalation et l’ingestion.

Les indications essentielles des divers modes d’inoculation seront énumérées plus loin.

Préparation de la région. — Pour injections et inoculations à travers la peau, il faut d’abord mettre la peau à nu et désinfecter.

On se débarasse des poils, en les coupant et rasant. Chez le cobaye, l'épilation suffit. Chez les oiseaux, enlever les plumes.

On désinfectera — sauf indication contraire — à l’aide de la teinture d'iode, employée seule, peau à sec,

Inoculations superficielles.— Inoculation endermique. — Raser les poils; ne pas désinfecter. Laver à l'eau stérilisée.

Suivant les cas :

a. Ou bien déposer le virus sur la peau rasée;

b. Ou bien pratiquer des scarifications très superficielles. On ne doit pas voir le sang. Déposer le virus à la surface des scarifications, en frictionnant pour assurer l’inoculation.

Inoculation à la surface des muqueuses. — Suivant les cas : excorier, scarifier ou cautériser la surface ; y déposer le virus.

Inoculation dans les tissus cellulaire et musculaire. — Injection sous-cutanée. — Elle se pratique comme chez l'homme. Saisir la peau entre le pouce et l'index gauche, de manière à déterminer un pli; enfoncer l'aiguille un peu au dessus de la racine du pli, s'assurer que la pointe estlibre dans le tissu cellulaire (éviter de pénétrer dans les vaisseaux ou les muscles), injecter. Pour les virus dangereux, cautériser la plaie.

Choix du lieu d'injection. —. Sauf indication contraire

Chezle cobaye, face interne des cuisses (fig. 121,p.216,1S),abdomen ;

Chez le lapin, mêmes régions, ou sur le dos;

Chez le rat et la souris, base de la queue, pattes ou abdomen.

Insertion sous la peau. — Choisir une région à tissu cellulaire très lâche (pli de l’aine, par exemple). Pratiquer une boutonnière avec la pointe d’un scalpel; introduire une sonde cannelée, dilacérer le tissu cellulaire; dans le pertuis ainsi créé, et à l’aide de pinces fines ou d’un fil de platine fort, introduire profondément la pièce à inoculer; suturer la boutonnière.

Injection intramusculaire. — (Chez le cobaye et Le lapin, dans les muscles de la fesse ou de la partie externe de la cuisse; chez les oiseaux, dans les pectoraux. Technique analogue à l’inoculation sous-cutanée, plus profondément.

Inoculation dans les voies circulatoires. — Injection intraveineuse. — Elle se pratique le plus souvent sur le lapin. Elle

peut être faite également chez le cobaye et les gros animaux. On choisira toujours une veine superficielle (sauf indication contraire).

Lapin. — L'injection est facile dans la veine marginale externe de l'oreille, située à la partie externe de l'oreille, sur la face velue. On peut s'adresser aussi à la marginale interne, généralement plus petite; ou à la veine médiane, moins commode.

Les animaux dociles seront inoculés sans aide, posés sur les genoux de l'opérateur. Sinon, faire maintenir par un aide ou placer un appareil à contention.

a. La peau étant préparée, placer à la base de l'oreille une pince à pression douce (pince de blanchisseuse), comprimant la

PÉ

Fig. 11% et 115. — Inocu ation intraveineuse : à gauche, premier temps (oreille droi.e); à droite, deuxième temps. — À gauche, sur l’oreil.e gauche, voir la distribution des veines de l’oreil e.

veine, celle-ci fait saillie. A l’aide de la maïn gauche, tendre l'oreille. |

b. Introduire l'aiguille (biseau court) dans la veine, le plus possible parallèle à cette dernière, pointe dirigée vers la base de l'oreille; enfoncer de 1 centimètre environ.

c. Enlever la pince. Fixer l'aiguille en place, avec la pince. Pousser l'injection.

Si l'aiguille est bien dans la veine, le liquide passe sans effort, en distendantle vaisseau. Sinon, il se forme une boule d’æœdème, et l'animal s’agite. Dans ce cas, enlever l'aiguille et recommencer plus bas.

d. Enlever l'aiguille, maintenir un instant la pince en place pour assurer l'écoulement du liquide, puis enlever la pince. Si la plaie saigne, maintenir à son niveau un tampon de coton aseptique; le comprimer avec la pince.

COBAYE. — On injectera de préférence dans la veine jugulaire externe. Dans sa partie accessible, elle se dirige presque parallèlement

à l’axe du cou, à 5 millimètres environ en dedans de l'angle du maxillaire inférieur (fig. 121, V). Elle chemine derrière les muscles peauciers, épais à ce niveau, et devant le sterno-mastoïdien qu’elle croise. |

Pratiquer une incision longitudinale de 3 à 4 centimètres, suivant la direction indiquée (fig. 121, IV); traverser le peaucier. Dénuder à la sonde cannelée, chercher la veine, la soulever légèrement, injecter avec une aiguille très fine, pointe vers le thorax.

CHIEN. — Inoculer dans les veines du jarret, très visibles après compression de la cuisse, croisant le tendon d’Achille.

Fixer ou maintenir l'animal; comprimer la racine de la patte; inoculer, avec une forte aiguille en acier (résistance des téguments), à travers la peau. Au besoin, inciser la peau au bistouri. Pour le reste, comme ci-dessus.

Oiseaux. — Veine axillaire, à la racine de l’aile. Très visible après compression en aval.

fnjection intra-artérielle. — Rarement indiquée, elle se pra-

tique dans [a fémorale ou dans la carotide. Se munir d’une aiguille très fine; cela permet de traverser la paroi artérielle sans risque d’hémorragie (élasticité des parois).

Pour injecter dans la fémorale : mettre à nu, largement, le pli de l’aine, par une incision longitudinale le coupant en son milieu. Repérer l'artère, reconnaissable à ses battements. Ouvrir l'aponévrose. Voir l'artère, piquer et injecter. Fermer la plaie, suturer.

Pour inoculalion dans la carotide, suivre les indications données plus loin (p.216).

Inoculation intra-oculaire. — On la pratique dans la chambre antérieure de l'œil.

Injection. — Fixer l'animal, immobiliser la tête. Maintenir l'œil

largement ouvert, en écartant les paupières soit avec les doigts, soit avec un blépharostat. Piquer au niveau du limbe scléroticocornéen. Aspirer un peu d'humeur aqueuse; refouler Le mélange de virus et d'humeur aqueuse. L’humeur aqueuse devient louche immédiatement.

Insertion. — Disposer l’animal comme ci-dessus; instiller quelques gouttes de cocaïne à 1 p. 50; attendre quelques minutes. Inciser la cornée près du limbe. Insérer la pièce avec une pince à iridectomie ou un stylet.

Inoculation dans les centres nerveux ou leurs enveloppes. — Injection sous-durale. — Elle est pratiquée le plus souvent chez le lapin (rage).

Fixer l’animal, ventre en bas; maintenir la tête appliquée contre

le plateau. Préparer la peau au point voulu. Inciser, jusqu’à l'os, sur la ligne médiane, sur une longueur de 3 centimètres, immédiatement en arrière de l'orbite. Écarter les lèvres de la plaie. Au milieu de l’incision, à quelques millimètres en dehors de la ligne médiane, dénuder l'os, appliquer le trépan (couronne de 5 millimètres); tourner avec précaution, jusqu à ce que la résistance cesse. Enlever alors la rondelle osseuse. On aperçoit la dure-mère dans la

profondeur. Injecter, avec une aiguille courbe, en pénétrant très obliquement (ne pas blesser le cerveau).

Chez le chien, on incise très en dehors de la ligne médiane pour éviter le sinus longitudinal supérieur.

Injection intiacérébrale. — ()n peut opérer comme ci-dessus (inoculation sous-durale); mais le simple foret {ou un vieux scalpel) suffit. Une fois le crâne perforé, l'aiguille droite, à la profondeur voulue.

Pour éviter toute erreur sur la profondeur, le mieux est d'utiliser des aiguilles présentant juste la longueur utile.

Injection intrapleurale. — Pour éviter de blesser le pou. mon, il est nécessaire de voir la plèvre.

Fixer l'animal. Préparer la peau au po:nt voulu. A la partie antéro-interne du sixième espace intercostal droit, inciser sur quelques centimètres peau et tissu cellulaire; sectionner les muscles superficiels, dilacérer les muscles profonds ; voir la plèvre dans la profon deur. Piquer avec une aiguille à biseau court, très obliquementinjecter.

Inoculation intrapéritonéale. — Injection. — [Il faut éviter de blesser l'intestin.

a. Placer l'animal sur le dos de telle manière que la paroi abdominale soit fortement tendue. Préparer la peau. Faire pénétrer l'aiguille (biseau court) sous la peau, en la maintenant très oblique. Une fois l'aiguille dans le tissu cellulaire, la relever légèrement, perforer la paroi musculaire ; on doit sentir, à la main ce moment opératoire. Injecter.

b. Ou bien: un aide tient l’animal ventre en l'air, non tendu; entre le pouce et l'index gauche, faire un pli comprenant toute l'épaisseur de la paroi. Avec l'aiguille, traverser la base du pli, de part en part. Retirer un peu l'aiguille, en mesurant le trajet pour laisser la pointe dans la cavité périlonéale. Injecter.

Insertion. — L'insertion intrapéritonéale nécessite une laparotomie ; il faut opérer très proprement. On saura toutefois que le péritoine de la plupart des animaux de laboratoire (cobaye, chien) s’infecte beaucoup moins facilement que le péritoine humain.

a. Préparer la peau au point voulu. Entourer la région d’un champ opératoire. Une compresse bouillie, fendue au centre, suffit.

b. Pratiquer une incision longitudinale, à gauche de la ligne médiane, en dehors des muscles droits (fig. 121, IL) ; longueur, #4 à 6 centimètres; inciser couche par couche, en respectant d’abord le péritoine; fixer les lèvres musculaires de la plaie avec des pinces à forcipressure.

c. Faire une boutonnière au péritoine. Le soulever sur une sonde cannelée; ouvrir plus largement (incision juste suffisante).

d. Inciser profondément le produit à inoculer.

e. Suturer en deux plans : péritoine et muscles; peau et tissu cellulaire.

Inclusion en sacs de collodion. -— Il faut préparer les sacs, puis les ensemencer, enfin les inclure dans le péritoine.

PRÉPARATION DES SACS (fig. 116). — Onutilisera du collodion ordinaire (sacs plus transparents) ou du collodion riciné (sacs plus élastiques), épaissis jusqu'à consistance sirupeuse. Pour le moulage des sacs, on emploiera des tubes à essai très propres, régulièrement calibrés, sans voussure ni aspérité extérieure. Se rappeler que les sacs se rétractent de telle sorte que leurs dimensions définitives sont d'environ un tiers inférieures à celles du moule.

Préparer en outre des ajutages : tubes de verre étirés en grosse effilure à une extrémité. Ces tubes seront un tiers moins larges que les moules.

a. Disposer le collodion dans un vase cylindrique (vase à précipiter). Éviter, en versant, la production de bulles d'air; sinon, Se que ces dernières aient disparu.

. Très doucement, plonger le tube dans le ere extrémité He en bas, jusqu'à la profondeur voulue (en général, 6 à 10 centimètres) ; veiller avec soin à n’introduire aucune bulle d'air. Laisser trente à soixante secondes.

Enlever doucement le tube; le sortir complètement. L'excès de collodion s'écoule.

Répéter les mêmes opérations au moins deux ou trois fois, parfois plus, suivant l'épaisseur qu'on désire, en évitant les bulles d'air.

e. Retirer le tube définitivement. Le rouler doucement entre les doigts. Laisser égoutter complètement.

Retourner le tube, orifice en bas; maintenir ainsi jusqu’à ce que le collodion paraisse sec, ce qui demande quelques MARNE Surveiller constamment.

IL faut la'sser sécher juste à point ; enlevée trop tôt, la couche de collodion se déchire; laissée trop longtemps, elle s’écaille.

Au temps €, la couche de collodion ne doit toucher aucun objet. Le tube-support peut être placé, orifice en bas, dans un petit verre à pied.

d. Enlever le sac en dégainant : à l’aide des ongles, détacher en repoussant vers le bas l'extrémité supérieure du collodion ; [a main droite coiffée d'un linge uni (sarrau) saisit le sac à pleine main sur toute sa hauteur; la main gauche soutient le haut du tube. Tourner les deux mains en sens contraire, la main droite tirant en outre vers le fond : le sac se détache.

Insuffler le sac. S'assurer qu'il est étanche.

En le soulevant légèrement (tige métallique, baguette de verre), l’exposer à la vapeur d’eau bouillante, puis jeter dans l’eau bouillante. Le sac prend alors son volume définitif. | Fig. 116, — Sacs de collodion ; Dans l’orifice, introduire l’ajutage (par-

ler elgro lan Verre, tie large). Assurer la fermeture à l’aide de quelques tours de fil de soie bien serrés.

Remplir d'eau; s'assurer que la fermeture est étanche : pour cela, plonger le sac entièrement dans l’eau ; souffler par l’effilure; il ne doit passer aucune bulle d'air. À l’aide d’un fil, suspendre le sac dans un vase contenant de l'eau; couvrir le vase, stériliser.

ENSEMENCEMENT DES sacs. — Pour utiliser les sacs :

a. À l’aide du fil: retirer le sac du récipient protecteur ; le placer dans un verre stérile. |

Avec une pipette stérile, le vider de l’eau qu’il contient.

b. Remplacer l’eau par le milieu de culture voulu, ensemencé.

c. Saisir l’ajutage avec une pince; sceller l’effilure,

VARIANTES. — 1° À l’ajutage, on peut substituer le support de Phisalix (fig. 117), tube perforé; sert de soutien, évite la rupture des sacs.

20 L’ajutage peut consister en un tube non ceffilé; on bouche alors l’orifice libre à l’aide de petits bouchons de caoutchouc, stérilisés. Les assujettir en couvrant de collodion.

30 Le procédé suivant (fig. 118) est aussi avantageux que le procédé type.

Préparer les sacs comme ci-dessus (a à d); stériliser Fig. 147. — Tuteur pleins d’eau. de Physalix,

Pour l'utilisation : enlever les sacs avec une pince stérile, essuyer extérieurement au papier-filtre stérilisé; vider. Avec plusieurs doubles de papier-filtre stérilisé, confectionner une petite

corbeille, y poser Ie sac; soutenir la corbeille, sans comprimer, entre le pouce et l'index gauche. Assécher l’orifice du sac, à l’aide d’une pince à dissection chauffée très légèrement : placer une branche de la pince dans le sac, l’autre branche en dehors ; rapprocher les deux branches, Répéter l’opération jusqu’à ce que l’orifice soit sec. Remplir à moitié de liquide ensemencé.

Fermer à la cire Golaz : fondre avee une tige métallique (manche en bois) ou un agitateur surchauffés ; enduire de cire fondue toute la bordure interne de

l'orifice; accoler l’un à l’autre les deux bords de Fig, 118. -— Sac de l’orifice en serrant extérieurement entre les mors cotlodion ; fermeture d'une pince jusqu'à ce que la cire fasse prise par à la cire.

refroidissement. Consolider la fermeture, en obturant

de même à la cire le bord externe de l’orifice. Comprimer un peu le fond, pour s'assurer que la fermeture est bien étanche. Les sacs ainsi préparés ne se rompent presque jamais dans le péritoine, même après plusieurs semaines ; ils ne provoquent jamais la mort de l'animal par étranglement intestinal.

INezusioN. — Inclure dans le péritoine par laparotomie.

TRAITEMENT ULTÉRIEUR. — Le sac estlaissé en place un temps variable, deux ou trois jours à plusieurs semaines suivant les indications.

Pour l'enlever : sacrifier l’animal. Le sac est libre pendant les premiers jours, mais à la longue il s’entoure d’une gangue conjonctivo-vaseulaire, dont il faut le débarrasser avec précaution.

Le sac enlevé, cautériser le fond, ou casser l’effilure après flambage; aspirer le contenu à l’aide d’une pipette stérile.

Sacs de roseaux. — On s'adresse à la membrane qui tapisse la cavité du roseau. On coupe des fragments de roseau de la longueur voulue ; on fait bouillir quinze minutes si le roseau est frais, sinon on porte le même temps à l’autoclave. Tailler un des bouts de manière à mettre à nu la membrane sur une longueur suffisante pour placer ensuite une ligature sur la partie libérée ; la ligature faite, repousser la membrane dans le roseau, à l’aide d’une baguette de verre, et faire sortir par l’autre bout. Adapter à l’extrémité libre de la membrane un tube de verre comme pour le sac de collodion, lier sur le tube ; placer sur le sac près du verre une ligature lâche (ligature d'attente) ; remplir d’eau, stériliser comme ci-dessus.

Pour utiliser le sac: vider ; introduire le liquide ensemencé ; serrer la ligature d'attente. Détacher du tube de verre, enduire de gomme laque les deux ligatures. Inclusion et traitement ultérieur : comme pour les sacs de collodion.

Inoculations dans les voies respiratoires. — Injection intratrachéale. — Chez les mammifères : fixer l'animal sur le dos; placer un billot sous la nuque pour tendre le cou. Préparer la peau

Au long du cou, pratiquer une incision médiane d'environ 3 centimètres, peau et tissu cellulaire ; ouvrir l’'aponévrose sur une sonde cannelée; injecter entre deux anneaux, pointe en bas. Suturer.

Pour les petits animaux, il est souvent utile de passer un fil à travers la trachée pour l’immobiliser.

Chez les oiseaux : ouvrir largement le bec, attirer la langue en dehors ; la trachée apparaît sous la langue, béante; y injecter directement.

Inhalation. — On fait inhaler à l'animal soit une émulsion pulvérisée par un appareil approprié (appareil deRichardson, par exemple), soit, quand ils supportent la dessiccation, des virus desséchés avec une poudre inerte, charbon animal, poudre de lycopode, etc. ; la poudre est injectée à l’aide d’un soufflet.

Le dispositif adopté doit écarter tout danger pour l'opérateur. On se contente généralement d’une boîte métallique pleine, percée de trois trous : deux (avec tampon de coton filtrant) pour la respiration . de l'animal, le troisième pour introduire le tube terminal du pulvérisateur ou du soufflet.

Inoculations dans les voies digestives. — Ingestion. — 1° IL suffit Le plus souvent de mélanger la culture aux aliments : son, légumes, lait, pâtée, suivant les animaux. Il est bon de laisser les animaux à jeun pendant douze à vingt-quatre heures auparavant.

Ou bien, on inclut le virus dans l'intérieur de fragments de pomme de terre (Koch), de capsules de gélatine, etc.

2° ()n peut également entonner, procédé surtout expéditif chez les animaux de petite taille. Prendre un tube de verre à paroi épaisse; y pratiquer une effilure courte, roder l’orifice de l’effilure, boucher au coton l’autre orifice ; stériliser, laisser refroidir.

Aspirer la culture ; boucher avec un doigt l'extrémité libre du tube ; de la main gauche, soutenir la tête de l'animal, nez franchement en l'air; insinuer l’effilure de la pipette entre les dents; laisser couler goutte à goutte, lentement. Patience.

Avec un peu d'habitude, cette technique est expéditive et sûre ; s elle permet; en outre, un dosage assez rigoureux.

On peut procéder de même chez le veau (entonner à la.-bouteille) ; chez les oiseaux : inclure le virus dans des boulettes de farine ; les déposer à La base de la langue.

3° Le cathétérisme de l'æsophage permet de porter les aliments dans l'estomac. Écarter les mâchoires avec un bâillon : rectangle de iège percé d'un trou au centre, ou simple cadre de fil de fer solide ; faire écarter par un aide. La sonde (sonde urétrale) sera alors

introduite facilement par l'œsophage jusque dans l’estomac; manœuvrer doucement pour ne pas érailler la muqueuse. Adapter alors l’embout de la seringue à l’orifice libre de la sonde; injecter.

Remarque. — IL est souvent utile d’alcaliniser au préalable l'estomac et aussi de restreindre les mouvements péristaltiques (évacuateurs) de l'intestin. Pour le premier objet : introduire dans l'estomac quelques centimètres cubes de bicarbonate de soude à 5 p. 100. Pour le deuxième : injecter dans le péritoine de la teinture d'opium, 0cc,30 p. 100 grammes du poids de l’animal.

Injection dans le tube digestif. — Pratiquer une laparotomie au point voulu. Laisser sortir ou attirer, avec les doigts, une anse intestinale. Avec une aiguille fine, d’un coup sec, piquer àtravers la paroi, injecter ; retirer l'aiguille. Fermer la paroi comme d'ordinaire.

L'intestin, très rétractile, aveugle immédiatement la petite plaie.

Ponr trouver le duodénum, qui est fixe, inciser sur la ligne médiane ; repérer l'estomac, suivre l’une des courbures vers la droite. Le duodénum fait suite.

Injection dans le rectum. — Injecter directement avec une sonde à extrémité mousse.

On peut aussi badigeonner le rectum avec un tampon, imbibé de virus, porté sur une baguette de verre ou sur tout autre conducteur.

Inoculation dans la vésicule biliaire (cobaye). — Pratiquer une laparotomie avec iucision en L (fig. 121, 1B) : branche verticale 4 à 6 centimèêtres, à partir des fausses côtes ; branche horizontale, à droite, 3 à 4 centimètres, parlant de l’extréinité inférieure de la branche verticale. Chercher la vésicule sous le bord inférieur du foie (fig. 124, B et F). Piquer, injecter.

Inoculation dans les voies biliaires. — Chez le lapin et le cobaye : même incision que ia précédente; reconnaître l’estomac, puis le duodénum. À droite et en arrière du duodénum, on voit émerger le pédicule porto-biliaire; reconnaître le cholédoque, blanc, mou. Injecter avec une aiguille très fine.

On trouverait dans le même pédicule la veine porte.

Observation des animaux inoculés.

Tout animal inoculé sera suivi chaque jour. On notera les phénomènes pathologiques perceptibles. Signalons les plus importants. j

LÉSION LOCALE. — Au point d’inoculation : date d'apparition, étendue, forme, couleur. Réaction ganglionnaire.

Pois. — Peser l’animal avant l’inoculation; peser à nouveau au cours de la maladie, à intervalles réguliers.

TEMPÉRATURE. — Prendre la température rectale, deux fois par

Doprter et SACQUÉPÉE. — Bacteriologie, 2° édit. 14

jour, à l’aide de thermomètres spéciaux : petit réservoir, équilibration très rapide. Etablir une courbe thermique. Il faut connaître la température normale des animaux en expé-

rience :

L'ADIR RARE ER RR OEVEERee 390,5 à 400 CObEVE REA RE es MESSE 370,8 à 380,8 DISCAU RS EE RE EE CC AREAS 419,5 à 420,5.

ToUBLES piGEsTiFs. — Inappétence, diarrhée, etc.

TROUBLES NERVEUX. — Paralysies, convulsions.

ÉTAT GÉNÉRAL. —Amaigrissement. Habitus extérieur: excitation ou abattement, prostration. Hérissement des poils.

L'observation sera complétée ultérieurement :

1° Par l'étude des lésions locales après incision;

2° Eventuellement, par des examens bactériologiques (lésions locales, sang) pratiqués pendant la vie ;

3° Par les constatations d’autopsies ;

4° Par la recherche des microbes et des altérations histologiques sur les tissus ou pièces d’autopsie.

Choix de l'espèce animale à inoculer et du mode d’inoculation.

Quand le virus est indéterminé,' il faut l’inoculer aux espèces animales communes par les voies les plus habituelles.

Si, au contraire, le virus est connu, ou si la recherche a pour but de constater la présence ou l’absence d'un microbe déterminé, il faut choisir l'espèce animale à inoculer, de même que le mode d'inoculation.

Le choix de l'espèce animale est lié à la réceptivité des animaux.

Réceptivité des animaux. — Les animaux ne sont pas uniformément réceplifs à l'égard de toutes les bactéries pathogènes. On trouvera à cet égard les notions indispensables à propos de chaque espèce microbienne ; nous signalerons simplement la grande réceptivité des trois espèces animales les plus habituellement employées à l'égard de certains des agents pathogènes Les plus communs :

Cobaye. — Charbon bactéridien, Bacilles de la peste, de la morve (cobaye mâle), de la fièvre typhoïde, Bacilles paratyphiques, Bacilles de la diphtérie, du tétanos, Bacille tuberceuleux humain, Vibrion septique, Bac. Bellonensis, Bac. Perfringens, Vibrion cholérique, Spirochétose ictéro-hémorragique.

Lapin. — Staphylocoque, Streptocoque, Pneumocoque, Bacille

de la peste, de la fièvre typhoïde, Bacilles tuberculeux bovin et aviaire, Vibrion cholérique.

Souris blanche. - Pneumocoque, Tétragène, Charbon bactéridien, Bacilles de la peste, de la fièvre typhoïde, du tétanos.

Choix du mode d’inoculation. — Il n’est pas indifférent d’inoculer par telle ou telle voie, les effets produits pouvant être très différents. L'exemple classique à cet égard est constitué par les réactions du lapin à l'égard du Streptocoque (Voy. chap. XVII), réactions très variables suivant la voie de pénétration du virus.

Nous nous bornerons à résumer les indications essentielles des principaux modes d’inoculation.

L'inoculation endermique convient au virus vaccinal (veau, lapin), de même qu'aux inoculations de microbes très infectants contenus dans un milieu très impur : bacille pesteux chez le cobaye, pneumocoque chez la souris.

Les indications des inoculations sous-cutanées sont très nombreuses et concernent la presque unanimité des microbes virulents ; signalons entre autres la recherche de bacilles infectants dans les produits impurs : tuberculose et morve chez le cobaye, pneumocoque chez le lapin et la souris ; la production de lésions spéciales par suite d'une évolution lente, comme la tuberculose du cobaye; l'inoculation des anaérobies, l'étude de l’action des toxines ou anticorps, etc.

L'inoculation intraveineuse détermine généralement des lésions plus graves ou plus hâtives que l’inoculation sous-cutanée ; citons la réalisation de la tuberculose septicémique par injection de bacille tuberculeux aviaire (lapin), la staphylococcie expérimentale (lapin). Ce mode d’inoculation est employé pour l’étude expérimentale des septicémies ; il est en outre utilisé pour provoquer l'apparition d'anticorps à la suite d'injection de microbes, de toxines, etc.

Plus sévère encore est habituellement l'injection intrapéritonéale (péritonite cholérique, typhique, colibacillaire, ete.).

La méthode des sacs de collodion convient à la fois à la mise en évidence de certaines toxines (Voy. Choléra) et à la culture de certaines espèces particulièrement délicates.

On s’adressera à l’ingestion pour reproduire le choléra intestinal (jeune lapin), les empoisonnements alimentaires (souris, cobaye) ; l’inhalation permettra de provoquer la tuberculose chez le cobaye.

Lesinjections intracraniennes, généralementtrès graves, sontsurtout employées pour l'étude de la rage, du tétanos (tétanos cérébral).