Centralbl. fiir BakterioL, 1 Abth., XXX, p

que les deux extrémités ne se touchent pas. On fait couler du sublimé concentré sur les deux parties du Ver.

Lorsqu'on ne désire pas conserver la strucUire hislologique, je trouve bien préférable de laisser le Ver mourir en extension dans Tean ou la solution physiologique, puis, dès qu'il ne réagit plus, on le plonge dans du formol à 3 p. 100.

2o Fixation histologique. — A mon avis, le meilleur moyen d'avoir de jolies pièces à colorer au carmin et à monter en préparations microscopiques, consiste à fixer des fragments de Cestodes par compression légère entre deux lames. Les fragments, aussi longs que possible, sont étendus entre les deux lames, qu'on serre légèrement avec un fil enroulé autour de leurs deux extrémités. Les anneaux doivent être aplatis, mais non écrasés.

Les deux difficultés à surmonter sont Fécrasement et le glissement des anneaux qui fuient entre les deux lames, s'échappent sur les côtés ou se tassent vers une extrémité. Pour rendre la pression plus rég-ulière, on découpe, dans du buvard blanc, une grande cellule rectangulaire de la dimension des lames (fig. 117). Lorsque les anneaux sont bien étalés, on plonge l'appareil dans le fixateur. Celui que je préfère est V alcool- for mol.

Alcool à 90'^ 90

Formol à 40 p. 100 10

On opère dans un tube Borrel. Il est bien évident que les bords des anneaux sont fixés avant la partie centrale et que la pénétration du fixateur est très lento. Aussi, dès que les bords sont fixés, faut-il relâcher le fil et soulever délicatement une des lames, de manière à hâter l'opération en facilitant l'entrée du liquide. On serre de nouveau les lames avec le fil et on recommence plusieurs fois cette opération. Il faut l)ien faire attention à ne pas déchirer le Ver en écartant les lames.

Lorsqu'on désire simplement faire des coupes dans les anneaux, sans les examiner par transparence, je conseille une compression beaucoup plus légère. On peut alors employer un fixateur histologique quelconque: mais il importe que celui-ci ne soit pas acide, si on veut conserver les corpuscules calcaires.

3' Larves de Cestodes. — Les Cysticerques seront lixés par compression entre deux lames, après dévagination de la tête. Celleci s'obtient soit par taxis, soil en mettant les Cysticerques à l'étuve à 37°. dans la solution physiologique (voir aussi p. 260). On fixera de même des portions de Cœniires.

On obtiendra des préparations très instructives d'j^cAi/vocor/t^es en fixant des fragments de membrane fertile : la compression,

dans ce cas, devra être très légère, pour ne pas écraser les lêles.

-Les Cysticercoïdes^ qui sont toujours de très petite taille, peuvent être traités comme des objets isolés (p. àSH et 461). Le mieux sera de les étudier sur des coupes d'organes de Thôte intermédiaire.

Les Plérocercoïdes sont trop épais pour être étudiés autrement que sur des coupes. Ils figureront aussi dans la collection de préparations macroscopiques, après fixation dans Talcool ou le formol, soit isolément, soit avec les viscères dans lesquels ils se sont développés.

4° Conservation en collection. — Les plus jolis échantillons de collection sont ceux qui, après être morts en extension, ont été plongés dans du formol à 5 p. lOO.LesCestodes y gardent la demitransparence de Télat irais et une grande souplesse. Le l'upiide devient toujours opalescent, mais on peut le remplacer par intervalles. L'alcool a le grave inconvénient de contracter les Cestodes et de les rendre opaques, ce qui est un grand obstacle aux recherches de systématique. Les grandes espèces peuvent être enroulées autour d'un gros cylindre de verre ou d'une carcasse de baguettes de verre; on fixe les deux extrémités avec un fil. On peut encore faire sécher les Cestodes sur une lame de verre noir ou transparent à laquelle ils adhèrent très bien. Marotel combine ce procédé avec une coloration jtréalable au carmin.

5° Coloration des préparations de Cestodes. — Le meilleur colorant est le carmin Employer le carmin au borax alcoolique ou le carmin chlorhydrique (p. 370). Avoir soin de détacher les Cestodes des lames entre lesquelles ils ont été fixés. Différencier par l'alcool chlorhydrique à 1 p. 100. Déshydrater et monter au baume. Comprimer la préparation avec un petit tube de mercure (p. 440), de manière à avoir l'animal bien plat. Le picro-carmin donne aussi de jolies préparations : les crochets sont colorés éleclivement en jaune par l'acide picrique.

Les coupes d'organes, renfermant des Cestodes, seront colorées à l'hématéine-éosine ou par la méthode de Curtis (p. 652), avec laquelle les crochets sont teints électivement en rouge par la safran i ne.

Trématodes.

1° Récolte. — Nous avons vu comment on les récolte dans le foie (p. 547). Les Trématodes du tube digestif sont plus difficiles

à découvrir, parce qu'ils sont quelquefois très petits. Voici comment Looss * conseille de jirocéder : on racle légèrement la muqueuse intestinale avec une lame mousse et on agite le produit par portions, comme il a élé dit p. 550. On est sur ainsi de ne pas perdre des petites espèces. Malheureusement, le triage par décantation est quelquefois très diflicile. parce que les villosités sont aussi lourdes que les petits Ti'ématodes. Il est préférable alors de couper Tintestin en morceaux qu'on agite fortement avec de la solution physiologique; la plupart des Vers se détachent. L'avantage de ce dernier procédé est de fournir tous les Vers d'un segment intestinal donné.

^° Fixation. — Les petites e^pèce^ sont fixées par agitation, en remplaçant la solution physiologique par le fixateur (sublimé, Bouin, alcool-formol, alcool) comme il a été dit p. 550. Il faut proportionner la violence de l'agitation à la musculature des Vers et ne pas oublier que c'est celle agitation qui les met en extension. Bien entendu, lorsqu'on n'a que quelques Vers à traiter, on les fixe entre lame et lamelle ou entre deux lames, en les comprimant légèrement.

Parmi les grosses espèces, il y a deux catégories à distinguer ; celles qui sont foliacées et peu musclées se fixent admirablement par compression entre deux lames retenues par des tours de fil, avec emploi éventuel d'une cellule en papier- (fig. 177). Il ne faut pas que la compression soit assez forte pour provoquer la sortie des anifs et du contenu intestinal.

Les espèces très épaisses ou de forme cylindrique sont lavées dans la solution physiologique, puis inondées du fixateur.

3° Conservation en collection. — Le formol à 5 p. 100 est excellent lorsque les animaux ont été tués en extension : dans ce liquide, ils restent souples et transparents et se prêtent très bien à l'élude. Mais, s'ils sont contractés ou plissés, il est impossible de leur rendre leur forme primitive. Au contraire, les échantillons fixés et conservés dans l'alcool (sans formol) reprennent facilement leur forme et leur souplesse, par simple immersion dans l'eau distillée.

4° Coloration. — Le carmin chlorhydiique donne d'admirables

1. Loco citato et Beitrage zur Systematik der Distomen. Zool. Jahrbûcher, Syst. Geogr. imd Biol.., XXYI, 1907.

•2. Ce mode de fixation convient à tous les Vers plats, tels que les Turbellarics (Planaires) et les Nômcrtes. Pour ces derniers, voir Oxner. Bull. Musée océan. iMonjco, n" 1-27, 1908.

colorations, surtout après fixalion dans le formol ou Talcool-formol. On monte au baume après déshydratation.

Les grosses espèces, qui seraient trop opaques, par suite de leur épaisseur, seront déshydratées et éclaircies dans la créosote. On peut les monter sous bon lut de Kronig, dans des lames à concavité. Les très gros individus, tels que les Paragoniinus, peuvent élre conservés en tubes, après éclaircissement par la créosote; il sera nécessaire de les étudier par dissection à Tétai frais ou par coupes sur du matériel fixé.

Nématodes.

Les Nématodes sont particulièrement difficiles à monter en préparations microscopiques, à cause de la résistance de leur cuticule. Deux écueils sont à craindre : la contraction et le plissement de cette cuticule et l'impossibilité qui peut en résulter d'apercevoir les organes internes. En outre, il ne peut être question de monter ces Vers dans une résine ni de les colorer en masse.

La technique de Nématodes est donc tout à fait spéciale : les meilleures indications que nous possédions à ce sujet sont dues aux travaux de Loosssurles Sclérostomidés* et notamment sur les Ankylostomes ^

Récolte et nettoyage des adultes. — Ces Vers sont récoltés et bien lavés dans la solution physiologique ^. Ce nettoyage, qui devient impossible après la fixation, est surtout indispensable pour les Sclérestomidés, dont les capsules et les bourses copulatrices sont souvent encombrées de débris alimentaires ou épithéliaux. On met les Vers dans un tube au tiers rempli de liquide, on ferme avec le pouce et on agite vigoureusement : les animaux vivants supportent très bien ce traitement. On achève par un lavage dans un grand volume de liquide, pour détacher les bulles d'air.

La recherche des petits Nématodes dans de grandes quantités de matières (autopsies d'Herbivores, Ankylostomes dans les selles de l'Homme), se fait en délayant ces matières dans de grands bocaux

1. Looss, The Sclcrostomidae of Ilorses and Donkcys in Egypt. Records of titc Efjiipt. Gov. Scliool of medicine, Cairo, in-l" do 138 p., 13 pi , 1901.

•2. Looss, The anatomy and life-history of Agchylostoma duodenale Dub. Records nf the Egypt. Gov. School of medicine, Cairo. III, in-4° de lr)8 p., 10 pi., 1905 et IV, 19il.

3. L'eau lait gonfler et éclater certaines espèces, notamment les Pilaires.

pleins d"eau. On laisse déposer quelques instants et on décante Teau chargée des parties les plus légères. On recommence à plusieurs reprises, en laissant sédimenter chaque fois 5 à 6 minutes. Pour les selles humaines, on s'arrête quand l'eau de lavage n'est plus trouble : il est inutile d'écraser les gros morceaux qui ne renferment généralement pas de Vers. Ce procédé est très rapide; il permet de rassembler tous les Helminthes en 15 à 20 minutes.

On peut aussi laver les selles sur un fin tamis de toile métallique, sous un robinet. On agile le tamis continuellement et, au besoin, on écrase les matières avec une baguette de verre. Ce procédé est moins sûr, parce qu'on peut laisser échapper de petits Helminthes et traumatiser ceux qui restent sur le tamis ; il est aussi plus long.

Fixation. — La meilleure méthode est évidemment celle de Looss. On fait chauffer de l'alcool à 70, jusqu'à ce que des bulles commencent à apparaître (oO° à 60-') au fond du vase et on y plonge les Vers. L'alcool ne doit pas être bouillant, de manière à ne pas durcir les tissus et à permettre une inclusion éventuelle dans la parafline. Pourtant, s'il n'est pas assez chaud, l'extension ne se produit pas bien.

Les détails de la technique peuvent varier beaucoup. Il est préférable de faire cliauder l'alcool dans un ballon, car on évite ainsi les dangers de l'inflammation. Lorsque les Vers à fixer sont nombreux, on les rassemble dans un cristallisoir avec aussi peu de liquide que possible et on les inonde avec une grande quantité d'alcool chaud, puis on agite doucement, pour rendre la fixation bien uniforme pour tous.

Lorsqu'on n'a que quelques Vers à fixer, on peut faire chaulTer l'alcool dans une capsule ou une casserole; en mettant très peu de li([uide et en usant d'une petite flamme, on évite l'inflammation de l'alcool. Si celle-ci se produit, on couvre le vase avec un carton et la flamme s'éteint de suite. On lixe les Vers en les plongeant un à un dans l'alcool chaud; ils meurent immédiatement en extension.

Les Vers très longs et très minces, tels que les Pilaires, Strongles, Trichocéphales, demandent des précautions particulières pour éviter les nœuds : ceux-ci doivent être dénoués avec deux aiguilles. Pour fixer les Trichocéphales, on les saisit délicatement par la grosse extrémité et on fait plonger la partie effilée dans le liquide en l'y agitant rapidement pendant quelques secondes. Lorsque l'alcool est chauffé au point voulu, les Vers s'étendent parfaitement ou ne forment que des courbes molles et ù grand rayon. Les Trichosomes s'enroulent toujours malgré toutes les précautions (Looss).

Après la fixation, on peut conserver indéfiniment les Vers dans l'alcool à 10"

Il est bien entendu que celte méthode ne s'applique qu'aux Vers vivants. Les individus morts seront simplement immergés dans l'alcool

OU le formol. Les Ankylostomes sont encore vivants vingt-quatre heures après la mort de l'hôte. Il en est de même de la plupart des Ncmalodcs intestinaux.

J'ai préconisé autrefois * le formol comme fixateur pour les Mématodes. Ce liquide donne des échantillons de collection macroscopique beaucoup plus jolis que ceux qu'on obtient avec l'alcool. Les préparations microscopiques réussissent très bien avec le lactophénol, dans lequel les Vers ainsi fixés restent parfaitement ronds. Mais ils se contractent généralement et s'éclaircissent mal dans la glycérine et la créosote et se ratatinent toujours dans l'alcool, ce qui explique pourquoi Looss rejette complètement le formol. En outre, ce liquide durcit trop et empêche do faire de bonnes inclusions à la parafline. Donc, sans éliminer complètement, comme le fait Looss, l'emploi du formol, je pense qu'il faut restreindre son usage aux cas de nécessité et aux objets macroscopiques.

riailliet et Henry préfèrent pourtant fixer par le formol à 3 p. 100 dans la solution physiologique; ils conservent les Nématodcs dans ce liquide. Pour monter en préparations, ils éclaircissent dans l'acide lactique (surveiller) et montent à la glycérine gélatinée.

André ^ fixe dans l'eau bouillante ce qui, à mon avis, durcit trop les tissus et conserve très mal les éléments histologiques. L'alcool chaud ou le formol sont bien préférables.

Les fixateurs renfermant des sels métalliques ou des acides, rapetissent et contractent les Vers et les empêchent de devenir transparents dans les liquides glycérines.

Montage en préparations. — La plupart des Némalodes ne peuvent être déterminés qu'au microscope, à de forts grossissements, aussi faut-il les éclaircir pour les rendre transparents.

Glycérine ordinaire ou gélatinée. — C'est la méthode préconisée par Looss. Pour éviter le ralatinement, il faut passer très lentement de l'alcool à 70" à la glycérine. Looss fait une solution de glycérine à o p. 100 dans l'alcool à 70'\ 11 place les Vers dans une grande quantité de ce liquide et fait évaporer à l'étuve à 37°, jusqu'à ce qu'il ne reste que de la glycérine pure. Pour les espèces délicates, prendre une solution encore plus faible (1 à 3 pour 100). Surveiller les progrès de l'évaporation, de manière à ce qu'il y ait toujours assez de liquide pour recouvrir les Vers.

On peut conserver indéfiuiment les échantillons dans la glycérine ou les monter en préparations dans ce li(|uide. Le seul inconvénient est la difficulté du lutage.

L M. Langeron, F]mpIoi du lactophénol de Amann pour le montage des Nématodes. C. R. Soc. de biologie, LVIII, p. 749, 1905.

2. E. André, Sur la rixation et la préparation des Némathelmintlies. Zlsc/tr. f. loiss. Mikr., XXIV, p. 278-279, 1907.

Montage à la glycérine gélalinée i. — On essuie soigneusement le Ver au buvard, on le place sur une lame et on le recouvre d'une lamelle. Celle-ci est soulevée d'un côté par l'épaisseur du Ver et louche la lame par l'autre cùlé : un la lixe en ce point à la lame avec une ^oulte de glycérine. On fait alors rouler l'échantillon en déplaçant la lamelle, tout en regardant au microscope : on arrive ainsi à orienter convenablement le Ver 2. On fixe alors la lamelle par deux gouttes de lut. aux deux coins qui sont en contact avec la lame. On charg:c l'autre (;ôté d"un léger poids, de manière à aplatir un peu le Ver sur ses deux faces. Ce résultat obtenu, on enlève poids et lamelle, on essuie la glycérine et on monte le Ver à la glycérine gélalinée sans rien déranger.

Pour monter plusieurs Vers sous la même lamelle, on les essuie, on les dispose, on charge la lamelle d'un poids et on pose la lame sur un plan bien horizontal (de préférence platine chauftante tiédie). On fait pénétrer goutte à goutte la glycérine gélalinée chaude sur un des côtés perpendiculaires à l'axe longitudinal des Vers, de manière à éviler les bulles d'air. Tout le secret de cette méthode consiste à employer la glycérine gélalinée à une température aussi basse que possible, pour ne pas ratatiner les Vers.

Créosote. — Looss se sert quelquefois de la créosote pour obtenir un éclaircissement très puissant. 11 faut d'abord enlever complètement la glycérine par l'alcool, puis déshydrater. Si on veut remettre les Vers dans Talcool, après examen dans la créosote, il faut les débarrasser complètement de ce produit par l'alcool absolu, car, s'il en reste la moindre ti^ace, les échantillons prennent une teinte brune ou noire indélébile.

Lactophénol. — Après une expérience de plus de neuf ans, je considère toujours le lactophénol de Amann comme un excellent milieu pour Texamen et la conservation des Nématodes. Ce liquide ne contracte jamais les Vers, même lorsqu'ils ont été fixés au formol. Il ne les gonfle pas non plus. La transparence est généralement très bonne, surtout pour les petites espèces.

Si on craint la légère teinte jaune que prennent quelquefois les échantillons, on peut supprimer l'acide phénique, ou même le remplacer par un poids égal de glycérine.

L'acide lactique éclaircit énormément les Nématodes; mais, si on a l'imprudence de les laisser trop longtemps en contact avec ce liquide, ils ne tardent pas à être gonflés et ramollis au point d'éclater d'eux-mêmes. 11 ne faut donc user de ce réactif qu'avec une grande circonspection, ^ième lorsque les préparations ne sont pas détruites, il s'y forme des granules qui les rendent inutilisables.

1. Employer la formule de Kaiser (p. 44-2) ou celle de Deane : gélatine 1, eau -2, glycérine 4, en poids.

2. Ce procédé est minutieusement décrit par Looss. Zoco citato, p. 554. note 1;

4, Dissection des Nématodes. — Les grands Nématodes se dissèquent très bien sous l'eau ou sous la solution physiologique. Quant aux petites espèces, le mieux est de les ouvrir sous la glj'cérine, après imprégnation par ce liquide. On opère dans une petite cuvette, à fond g-arni de paraffine au noir de fumée ou au caoulchouc (p. 54G).

5. Coupes de Nématodes. — Inclure à la paraffine, mais seulement après fixation à l'alcool. On peut passer de la glycérine à l'alcool à 80° ou 95°. Il faut absolument faire que^iLies incisions à la cuticule pour favoriser la pénétration des licjuides. Imprégner par l'huile de cèdre qui ne rend pas les tissus cassants comme le xylol. Si les coupes se font difficilement (Ankyiostomes, coupes de la capsule et coupes longitudinales), collodionner la surface du bloc avant chaque coupe (p. 338). Il faut alors coller les coupes au Schœllibaum (p. 350), la surface collodionnée en dessous. Colorer au carmin chlorhydrique ou à l'hématéine-éosine.

Trichines. — Fixer des fragments (rinteslin grêle de Souris ou de Rais infestés expérimentalement (p. 573), à intervalles réguliers après lingeslion, de manière à suivre la pénétration des femelles et la ponte. Rechercher lès adultes dans le contenu inleslinal, fixer à l'alcool chaud ou au formol, monter au lactophénol. Recherclier les embryons dans Texsudat péritonéal, par examen à l'étal frais et par frottis qu'on peut colorer à Thématéine ou au Pappenheim. Pour Tétude hislologique des lésions musculaires, fixer des fragments au Bouin et faire des coupes; pour l'étude bistomorphologique, comprimer des fragments de muscles (de préférence le diaphragme) entre deux lames, lier avec un fil et fixer à l'alcool ou à l'alcool-formol (voir aussi p. 260). Colorer au carmin clilorhydrique et monter au baume.

Filaires.

Filaires adultes. — Au cours des autopsies, les rechercher dans le péritoine (examiner par transparence), les muscles, sous la peau, dans les cavités cardiaques. Cette recberche est souvent très longue et très difficile. Eviter de tirer sur les Vers : lorsqu'on a mis à découvert l'extrémité de l'un d'eux, le couvrir avec un chiffon ou du coton imbibé de solution physiologique et attendre qu'il sorte de lui-même (Brumpl).

Fixer de préférence dans l'alcool chaud (p. 555). Le formol donne de jolis échantillons de collection, mais généralement peu utilisables pour l'étude.

Microfilaires sanguicoles :