Voir p. 654, note

2. F. Curds, Méthode de coloration élective du tissu conjonctif, C. R. Soc. de biologie, LVIII, p. 1038-1040, 1905.

A. Solution saturée d'acide picrique dans l'eau distillée. C Eau distillée 80 cm-^

B. l Glycérine 20 gr.

' Noir naphtol B 1 —

Mélanger 9 parties de A avec une partie de B. Laisser agir trois à cincj minutes.

4. Sans laver à l'eau, dilférencier par l'alcool absolu, jusqu'à ce ([u'il ne s'échappe plus de couleur rouge et que les parties conjonctives ressortent en bleu, sur le fond jaune de la préparation.

5. Arrêter la différenciation en plongeant dans le toluène, puis monter au baume.

Dans une préparation réussie, les noyaux sont rouges, les protoplasmes et l'élastine jaunes, le collagène d'un beau bleu noir. Je considère cette méthode comme une des plus précises pour l'étude des scléroses.

Dnbreuil ' emploie les bleus d'aniline dits n"* 1, 2 et 3 (bleus Zachariadés -). Colorer par la safranine anilinée, différencier par l'alcool à 60°, puis laver à l'eau et égoutter. Verser sur la lame le mélange suivant :

Sol. aq. à 1 p. 200 de bleu pour micrographie, n" 2. . 4 cm^. — sat. d'acide picrique 46 —

Laver à l'eau, différencier dans l'alcool absolu, laver au xylol et monter au baume 3.

Méthode de Unna'*. — Parmi les très nombreuses méthodes proposées par Unna. nous n'en retiendrons que deux, celle du bleu polychrome et de l'orcéine, décrite p. 429, et celle du bleu d'anilineorcéine :

Colorer les coupes dans le mélange suivant pendant une à douze heures :

Orcéine 1 gr.

Wasserblau 0,25 —

Glycérine 10 —

Eau distillée , 30 —

Alcool à -95° 60 —

Différencier par l'alcool ordinaire ou mieux l'alcool chlorhydrique à 1 p. 100. Le collagène est bleu, l'élastine, les muscles et les protoplasmes prennent le ton rougeàtre de l'orcéine.

1. G. Dubreuil, Le picro-bleu, emploi de ce réactif pour la coloration spécifique des fibrilles conjonctives, application à l'étude du tissu réticulé du ganglion lymphatique. Bibliogr. anatomique. C. R. de CAssoc. des anatomîstes, YI, p. 62-66,

2. Usines de produits chimiques et matières colorantes de St-Denis, 105, rue I^afayette, Paris.

3. On peut conseiller encore les méthodes de Mallory (p. 527), de Blochmann et Bettcndorf et de Schuberg (p. 529), au bleu d'aniline. Toutes ces méthodes colorent le collagène en bleu.

4. Voir de longs détails dans Monalsh. f. prakt. Dermat., XYIII et XIX, 1894 et XXXIV, 1902.

Fibres élastiques. — Elles onl une grande affiiiilé pour l'acide osmique, par lequel elles se colorent beaucoup plus vite que les autres tissus. Elles résistent à Taction des alcalis caustiques (soude et potasse). Les deux principales méthodes de coloration sont celles de Unna par Torcéine et de Weigert par la fuchsine-résorcine.

Méthode à ïorcéine. — (Méthode de Taenzer modifiée par Unna). Colorer les coupes, pendant quinze minutes environ, dans une solution d'orcéine à 1 p. 100 dans l'alcool chlorhydriquc à 1 p. 100. On peut chaulîer très légèrement (30"). Laver à l'alcool chlorhydrique et monter au baume. On peut colorer les noyaux à l'hémalun avant ou après avoir différencié par l'alcool acide.

Méthode de Weigert^. — Le réactif de Weigert se prépare en précipitant par le perchlorure de fer une solution de résorcine et de fuchsine. On dissout, dans 200 cm^ d'eau bouillante, 2 gr. de fuchsine et 4 gr. de résorcine; on ajoute 25 cm^ de perchlorure de fer à 30 p. 100 et on laisse bouillir quelques minutes, tout en remuant avec un agitateur. Filtrer. Dissoudre le précipité (sans le laver, pour qu'il y ait une trace de perchlorure de fer) dans 200 cm^ d'alcool à 90" chaud : après refroidissement, ajouter 4 cm^ d'acide chlorhydrique. Ce mélange ne se conserve que six semaines'^. Colorer les coupes pendant trente à soixante minutes, laver à l'alcool et au xylol et monter au baume. Les fibres élastiques sont d'un bleu foncé pres([ue noir. On peut colorer les noyaux au carmin avant ou après, ou associer cette coloration à l'hématéine-van Gieson, au picro-bleu de Curtis ou de Weigert, etc.

Plasmocytes '^ (Plasmazellen). — Pour bien étudier ces éléments, Unna recommande de fixer les tissus à Falcool absolu et de ne jamais les mettre en contact ni avec du tannin, ni avec des sels métalliques. Cependant, on obtient encore de bonnes coloralions avec les fixateurs ordinaires.

Pour la coloration, on peut employer les procédés suivants :

Méthodes de Unna au bleu polychrome et éther glycérique (p. 427) au bleu polychrome et orcéine (p. 429) ; méthode à l'éosine-bleu de toluidine (p. 429); méthode panoptique et panchrome de Pappenheim (p. 405 et 411).

Labrocytes (Mastzellen). — Leurs granulations basophiles se colorent métachromatiquement avec le bleu ])olychrome de Unna,

1. C. Weigert, Ceber eine Méthode zur Fârbung elasticher Fasern. Centralbl. allg. Pathol. u. path. Anat., IX, p. 289-292, 1898.

2. Ce produit est vendu tout préparé par Griibler. Fischer {Virchow's Arehiv, CLXX, p. 285, 1902 et CLXXIl. p. 517, 1903) nomme ce mélange fuchséline. On peut l'additionner de Scharlach R, pour colorer en môme temps les graisses.

3. Ce mot a été introduit dans la nomenclature par le Prof. R. Blanchard, de même que celui de labrocyte (p. 366, note 1).

oiiliochromatiquement avec les colorants basiques et le Romanovsky. Un des meilleurs moyens de les mettre en évidence est la méthode de Unna au bleu polychrome et éther glycérique (p. 4-27) ; le panchrome de Pappenheim donne une métachromasie moins accentuée, mais démontre mieux les autres éléments des tissus.

Leucocytes éosinophiles. — Tontes les méthodes de coloration, dans lesquelles il entre un colorant acide, les démontrent très bien ; il en est de même du Romanovsky apjdiqué aux coupes. Pourtant, si on recherche spécialement ces éléments, on emploiera la méthode de Martinotti ' : colorer les coupes à Thémalun de Mayer, laver et virer au bleu, puis colorer douze à vingt-quatre heures dans une solution très diluée d'éosine bleuâtre à l'eau de Griibler- (p. 399) (2 gouttes de solution à 1. p. 100 dans 50 à 100 cm-^ d'eau). Faire la solution mère d'éosine dans un mélange de trente parties de glycérine pour soixante-dix parties d'eau. On peut aussi surcolorer avec cette solution mère à 1 p. 100 et régresser d'abord dans l'eau, puis dans l'alcool à 70° (p. 419).

Kreibich ^ colore les leucocytes éosinophiles dans les tissus par l'adrénaline. Il fait une solution de suprarénine et d'épirénane à 1 p. 1000 et y colore des coupes par congélation, fixées ou non, pendant une à deux heures à l'étuve à 37°. Les noyaux restent incolores, mais les granulations éosinophiles se colorent en brun foncé très réfringent, comme par l'imprégnation argentique. Les granulations neutrophiles sont colorées en brun jaunâtre clair. La méthode ne parait pas réussir avec les frottis.

Hématies. — Très bien mises en évidence par toutes les méthodes où il entre un colorant acide ; la méthode de Mann (p. 430) les colore d'une façon particulièrement nette *.

Graisse et tissu adipeux. — Sur les coupes, le tissu adipeux se présente généralement sous la forme d'un fin réseau à larges mailles, parce que le contenu des cellules adipeuses a été dissous par les réactifs employés pour l'inclusion à la paraffine. Cet accident se produit même avec des pièces fixées par un liquide

1. Martinotti. Tecnica délia dimostrazione délie cellule eosinofile. Ztschr. f. iciss. xUicr., XXVI, p. 4-28, 1909.

2. Ou d'une autre éosine, voir p. 399 des conseils à ce sujet.

3. Kreibich, Leukocytendarstellung im Gewebe durch Adrenalin. Wien. klin. Woch., XXIII, p. 701-702, 1010.

4. Pclagatti obtient une élection très spéciale avec Tliélianthine en solution à 1 p. lÙO dans le tannin à 5 p. 100. Sa méthode est assez compliquée {Folia hxmatolofiica, I, p. 207, 1905).

renfennaol de Tacide osmique. Les graisses osmiées sont surtout solublesdans l'essence de térébenthine, i'étheret la créosote (Flemming); le xylol, le chloroforme et Tessence de girolle sont moins actifs; Téther de pétrole ne les dissout que très difficilement (Wlassak). Il faut bien savoir aussi que tout ce que l'acide osmique colore n'est pas de la graisse et que les diverses graisses se colorent inégalement (voir microchimie, p. 073).

Voici comment Mulon ^ conseille d'opérer, pour rechercher la graisse dans les tissus par l'acide osmique : fixer au Bouin, colorer des fragments très minces, pendant quarante-huit heures, dans l'acide osmique à 2 p. 100 et passer par les alcools ; imprégner dans Téther de pétrole pendant quarante-cinq minutes à 35*^ (attention au feu), puis dans la paraffine à 50° pendant trente minutes. Coller les coupes à l'eau, enlever la paraffine par l'éther de pétrole et monter à la glycérine ordinaire ou gélatinée ou à l'huile de paraffine.

Outre l'acide osmique, nous possédons encore deux substances colorantes qui permettent de mettre la graisse en évidence : ce sont le Sudan III et le Scharlach R (Fettponceau).

Le Sudan III, introduit dans la technique par Daddi -, est une poudre rougeâtre, insoluble dans l'eau, soluble dans l'alcool et les graisses. On en fait une solution saturée dans l'alcool à 70". On colore des coupes de tissus non fixés ou fixés au formol ou au Bouin et coupés par congélation. Laver à l'alcool à 70-, puis examiner dans la glycérine ordinaire ou gélatinée. Les globules graisseux sont colorés en rouge orangé. On peut, avant de faire agir le Sudan, colorer à l'hémalun.

Le Scharlach R s'emploie, d'après Herxheimer^, en solution dans un mélange à parties égales d'alcool à 70° et d'acétone. Voici comment procède Mulon {loco citato) : fixer au formol salé ou au Bouin, couper par congélation, colorer deux minutes par le Scharlach, laver rapidement à l'alcool et monter à la glycérine. La graisse est colorée en rouge. (Voir d'autres détails p. 673.)

1. p. Mulon, Action de l'acide osmique sur les graisses. Histochimie et teclmique, C. R. Association des Anatomistes, VI, p. 1-2-23, 1904; Bibl. a)iatpmique, XIII, p. 208-213.

• 2. Arch. ital. bioL. XXVI, p. 143, 1896. — Voir aussi Riedder, Beutsc/ies Archiv f. klin. Med., 1897.

3. Ztschr. f. loiss. Mikr., XXI, p. 57, 1904. Consulter aussi Fischer, Ueber die Fettfarbung mit Sudan III und Scharlach R. Ctrlbl. f. allg. Pathol. u. paihol. Anat., XIII, p. 943-916, 1902.

Tissu cartilagineux.

Nous savons (p. 367) que la subslance fondamentale du cartilage est chromotrope pour un certain nombre de colorants, notamment la thionine, le bleu de toluidine, et tous les colorants mélachromatiques bleus et violets qui la colorent en rouge, puis pour la safranine qui la colore eu jaune. Ces réactions sont utiles à connaître pour déceler le cartilage dans les coupes.

Tissu osseux.

On se reportera au chapitre de la décalcification (p. 262), en n'oubliant pas que les pièces doivent être fixées avant d'être décalcifiées; on les traite ensuite comme les autres tissus.

La moelle osseuse présente un intérêt tout particulier, en tant qu'organe hématopoiétique et lieu de multiplication de certains Protozoaires (Plasmodium, Leislmiania, ctc). On peut étudier la moelle osseuse, soit en frottis, soit en coupes. Sur le vivant, on peut prélever la moelle avec un petit trépan, suivant la méthode exposée p. 497 : cette opération est inoffensive, lorsqu'elle est exécutée avec soin.

Les frottis doivent être exécutés avec délicatesse, pour ne pas écraser les éléments qui sont très fragiles. On procède par apposition, avec la surface de section de l'os ou un petit fragment de moelle qu'on tient au bout d'une pince. On peut aussi étaler la moelle avec une aiguille ou un fil de platine, en diluant au besoin avec un peu de solution physiologique. Sécher rapidement. Colorer par la méthode panoptique ou le panchrome de Pappenheim. On peut aussi faire des frottis humides, les fixer au Bouin et les colorer par le Romanovsky (p. 413) ou Ihématoxyline ferrique (p. 376).

Pour les coupes, on extrait de petits fragments de moelle et on les fixe au Bouin. Branca emploie le mélange de Tellyesniczky (p. 282) auquel il ajoute 20 p. 100 de formol.

Foie, rate et ganglions lymphatiques.

Ces organes seront étudiés, non seulement au moyen de coupes, mais encore avec des frottis par apposition, exécutés avec l'or-

M. Langeron. — Précis de Microscopie. 42

gane frais. Il faut bien savoir que le frotlis ordinaire, fait en frottant un morceau d'organe sur une lame, est un procédé barbare qui ne montre rien que des éléments écrasés. Au contraire, le frottis par apposition se fait en appliquant, sur la lame, une section fraîche d'un fragment d'organe et en appujant légèrement, sans frotter^ de manière à obtenir un véritable décalque des éléments cellulaires qui adhèrent à la surface du verre. On peut faire ainsi plusieurs décalques sur la même lame, avec une même surface de section. Il est important de bien sécher celte surface, de manière à ne pas avoir simplement un frottis de sang.

Ce procédé est applicable à tous les organes parenchyniateux, notamment au foie, à la rate, au pancréas, aux ganglions lymphatiques et même aux centres nerveux (p. 659). Les frottis sont desséchés ou fixés humides (p. 413).

Les colorations les plus intéressantes des frotlis et des coupes d'organes lymphatiques et hémalopoiétiques sont celles qu'on obtient avec le Romanovsky. Employer de préférence la méthode panoptique ou le panchrome de Pappenheim.

Tissu nerveux.

Nous avons déjà exposé p. 433, deux méthodes d'imprégnation argentique des neurofibrilles. Nous passons sous silence les méthodes de colorations vitales, qui ne sont pas du domaine de la pratique courante et dont l'exposé nous entraînerait à des développements hors de proportion avec le cadre de cet ouvrage '.

Un des meilleurs procédés de fixation des centres nerveux, pour le travail courant, consiste à employer l'alcool-formol (p. 286) ou encore, plus simplement, le formol à 10 p. 100-. Ce dernier procédé supprime l'inconvénient du chromage et permet de

1. Voir à ce sujet Micliailov, Die Anwcndung des Metliylenblaus in der Neurologie. Ztschr. f. vnss. Mikr., XXVII, p. 1-21, 1910. On y trouvera l'exposé des colorations vitales et de la fixation du colorant et des tissus par le molybdate d'ammonium formolé.

2. Loyez, Coloration à l'hématoxyline ferriquc de pièces nerveuses simplement formolées et incluses au collodion. C. II. Soc. de biologie, LXIX, p. 511 et 517, 1910. — Mann a déjà fait remarquer depuis longtemps [Ztsckr. /'. viss Mikr., XI, p. 494, 1894) que l'alcool absolu ou à 95° fixe assez bien les cellules nerveuses au repos, mais non celles qui sont en activité, parce que ces dernières sont gorgées de lymphe et ont un noyau volumineux. L'action déshydralantc de l'alcool y produit des contractions énormes.

couper à sec un hémisphère entier, après inclusion au collodion. On peut, sur la même pièce, faire une série de colorations à l'hémaléine-éosine \ au Nissl, au Weigert modifié, etc.

On peut étudier la forme des cellules nerveuses au moyen de frottis faits d'après le procédé de Ira van Gieson -. On écrase doucement, entre lame et lamelle, un petit morceau de suhstance grise gros comme un pois (p. 542). On étale ensuite, en tirant doucement la lamelle tout le long de la lame. Colorer au Nissl ou au Romanovsky.

Coloration de la myéline. Méthode de Weigert modifiée par Loyez. — Fixer au formol à 10 p. 100 et inclure au collodion (la myéline disparaîtrait pendant l'inclusion à la paraffine).

1. Mordancer vingt-quatre heures dans l'alun de fer à 4 p. 100.