Fonction aquifère de l'épiderme et de l'hypoderme

Probable déjà au simple examen de la structure de l'épiderme et de l'hypoderme, la fonction aquifère de ces issus peut être démontrée par les expériences suivantes, qui permettent de mesurer le volume des cellules dans diverses circonstances.

Trois feuilles adultes de 7. virginica, choisies aussi semblables que possible, ont été coupées contre la tige, puis abandonnées sur une table, exposées à la lumière diffuse et à une température de 18 à 20° C. Après trois jours, elles étaient légèrement lanées el s'étaient pliées le long de leur nervure médiane, l'épiderme interne (supérieur) étant tourné en dedans (*); elles étaient cependant encore vivantes, comme on le constalera par la suite.

La première feuille, après trois jours, fut tuée par la teinture d’iode, lavée à l'alcool 94, puis soumise à l'inclusion dans la celloïdine. Les coupes colorées au moyen de solutions alcooliques ont été montées au baume de Canada. La coupe transversale (fig. 242) montre, à un faible grossissement, des étranglements entre les nervures, étranglements particulièrement accentués à la face interne où se trouve l’hypoderme. À un grossissement plus fort (fig. 245), on reconnait que toutes les cellules épidermiques et hypodermiques se sont affaissées et que leurs cloisons latérales se sont plissées. Il y a eu collabescence dans ces deux tissus; les cellules à chlorophylle, au contraire, sont parfaitement intactes.

() Les feuilles du Tradeseantia virginica se plient de cette façon chaque fois que la transpiration est beaucoup plus active que l'absorption de l’eau. Ce phénomène rappelle l’'enroulement des feuilles de certaines Graminées qui se protègent ainsi contre un excès de transpiration. Chez le T. virginica, le pliement de la feuille résulte de la collabescence des cellules hypodermiques aquifères; elle ne peut guère avoir d'effet efficace parce que la majeure partie des stomates sont situés à la face externe (inférieure).

Les cellules collabescentes de lépiderme interne de la figure 245 ne mesurent, en moyenne, que 25 y d'épaisseur, tandis que sur une feuille fraiche, tuée par la teinture d’iode et soumise à l'inclusion dans la celloïdine, les mêmes cellules mesurent 85 x d'épaisseur (fig. 222). Leur volume a donc diminué de plus des deux tiers! Le poids de l’eau cédée par l’épiderme interne est de 05,006 par centimètre carré de surface foliaire.

La deuxième feuille a été traitée exactement comme la première, sauf qu’elle a séjourné trois heures dans de Peau avant d’être tuée par la teinture d’iode. Elle a donc pu absorber et emmagasiner de l’eau après un flétrisse-. ment partiel. La coupe transversale (fig. 243) montre, en effet, que les étranglements ont presque entièrement disparu. Les cellules épidermiques ont repris tout leur volume, mais les cellules hypodermiques sont encore légèrement déprimées (fig. 246).

La troisième feuille a séjourné quatre jours sur la table au lieu de trois. Elle est restée ensuite dans l’eau pendant six heures; malgré cela elle est restée flasque. Traitée par la teinture d’iode et soumise à l'inclusion comme les deux précédentes, cette feuille a fourni des coupes complètement chiffonnées (fig. 244). Toutes les cellules sont affaissées et mortes; c’est ce qui explique que les cellules épidermiques et hypodermiques ont été incapables d’absorber et d’accumuler de l’eau (”).

Ces expériences démontrent donc que l’emploi de la teinture d’iode, l'inclusion à la celloïdine et le montage des coupes dans un milieu anhydre fixent les cellules collabescentes d’une facon complète. Cette fixation parfaite permet d'étudier commodément, au moyen de coupes, les variations de la forme et du volume des cellules épidermiques et hypodermiques du T, virginica. La fonction de ces cellules est bien d’accumuler de l’eau pour la céder, aux heures de grande transpiration, aux cellules à chlorophylle qui résistent ainsi plus longtemps au flétrissement.

(*) On remarquera que les feuilles détachées de la tige sont mortes après quatre jours, tandis que celles laissées sur une tige coupée au niveau du sol sont encore vivantes après huit ou dix jours (voir p. 147). Ces faits confirment ce qui a été dit de l’eflicacité des réserves d’eau contenues dans les lacunes ligneuses et le parenchyme interfasciculaire de la tige (pp. 136 et 146).

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HISTORIQUE

Lorsque Vesque (196) eut montré que l'absorption et la transpiration ne sont pas nécessairement proportionnelles, on comprit lutilité d’une réserve transpiratoire dans les plantes. Plusieurs travaux de Vesque (notamment 497) aboutirent à cette conclusion, que les vaisseaux et parfois les trachéides jouent le rôle de réservoirs d’eau.

MM. Pfitzer (135), Westermaier (209), Haberland (72) et plusieurs autres auteurs ont attribué le même rôle à certains hypodermes, particulièrement à celui du Tradescantia discolor (”).

La démonstration de la fonction aquifère de certains épidermes n’a été faite par Vesque que plus tard (198). Ses expériences ont été réalisées au moyen d’une méthode ingénieuse : mensuration par la vis micrométrique de la hauteur des cellules épidermiques traitées par des solutions salines. Après avoir constaté que l’épiderme de presque loutes les plantes terrestres Joue le rôle de réservoir d’eau, l’auteur s’est attaché à étudier quelques cas dans lesquels cette fonction est surtout manifeste. Ses études ont porté principalement sur le Tradescantia zebrina (7), espèce pourvue d'un épiderme aquifère très développé, mais privée de cellules hypodermiques aquifères.

Une première série d'expériences a démontré qu'en général l'épiderme supérieur (interne) cède de l’eau au parenchyme beaucoup plus facilement que l’épiderme inférieur (externe). Une autre série a prouvé que toutes les cellules épidermiques sont solidaires, en d’autres termes que la perte d'eau subie par l’une d’entre elles est répartie aussitôt sur toutes les autres. Gette solidarité s'explique par la présence des ponetuations en forme de boutonnières qui sont échelonnées sur les parois latérales.

D’expériences osmotiques très variées, l’auteur à conclu : 1° que la cellule turgescente résiste bien à des pressions mécaniques modérées, tandis qu'après plasmolyse la membrane cellulaire devient le jouet des actions mécaniques

(*) Rheo discolor Hance. (**) Zebrina pendula Schnizl.

les plus faibles; 2° que absorption et l'émission de l’eau par les cellules de l’épiderme et par conséquent leurs changements de volume, reposent sur des phénomènes osmotiques. Dans une solution de salpêtre à 2 °/, abandonnée à l’évaporation, les cellules épidermiques du 7, zebrina peuvent perdre près du tiers de leur volume initial sans se plasmolyser (sans qu'il y ait contraction du protoplasme).

Une grande partie de la propriété osmotique de l’épiderme parait revenir au nitrate de potasse : l’évaporation d’une gouttelette de suc cellulaire abandonne, en effet, de nombreux cristaux de ce sel. Quant à la quantité d’eau mise à la disposition du tissu transpirateur, Vesque lestime à 05,012 par centimètre carré d’épiderme.

Il est facile de comparer ces résultats à ceux obtenus dans le 7. virginica, bien que les méthodes d'observation aient été différentes (”),.

4° Les cellules de l’'épiderme interne du 7. zebrina sont beaucoup plus volumineuses que celles du 7. virginica : loutes leurs dimensions sont plus grandes, comme j'ai pu le constater par un grand nombre de mesures, mais la différence porte principalement sur l'épaisseur : 330 y dans le premier de ces épidermes, 85 # seulement dans le second.

2 Vesque évalue à 05,012 par centimètre carré de surface foliaire la quantité d’eau cédée par l’épiderme supérieur, tandis que dans le 7. virginica j'ai trouvé seulement 0,006, soit la moitié.

3° Dans le 7, zebrina, Vesque a observé que la réduction du volume des cellules est d’un tiers environ; dans le 7. virginica, j'ai constaté une diminution de plus des deux tiers.

4° La fonction aquifère de l’épiderme dans le 7. zebrina est beaucoup plus considérable que dans le 7. virginica, mais la première de ces espèces ne possède pas de cellules hypodermiques aquifères comme la seconde.

{*) Vesque a mesuré les variations du volume des cellules sous l'influence des solutions salines. Je les ai mesurées, au contraire, sous l'influence de la transpiration et de l’absorption de l’eau. La méthode de Vesque ne peut s'appliquer commodément qu'aux tissus susceptibles d’être isolés en lame mince et intacte comme l'épiderme; la nouvelle méthode, consistant dans l'exécution de coupes après fixation et inclusion convenables, pourra être appliquée à l'examen des tissus les plus profonds, tels que le parenchyme des feuilles de Crassulacées, des tiges des Cactées, etc.

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I. — Turgescence des cellules épidermiques, des cellules hypodermiques et des cellules stomatiques.

Des expériences ont élé faites à l’arrière-saison au moyen des gaines foliaires qui entourent les jeunes pousses hibernantes ; d’autres ont été exécutées l'été suivant avec le limbe des feuilles aériennes de la plante adulte. Sur les gaines foliaires, il est facile d’arracher l’épiderme à la pince, parce que ce tissu adhère peu au mésophylle. Les cellules épidermiques, qui sont alors parfaitement intactes, se prêtent très bien aux expériences de plasmolyse. Sur le limbe des feuilles aériennes, il est plus difficile d'obtenir, par arrachement, des lambeaux d’épiderme suffisamment intacts. Les cellules épidermiques y adhèrent plus fortement au mésophylle et lon ne peut parfois les séparer sans déchirure des cloisons inférieures, ce qui empêche la plasmolyse de se manifester par la suite. Dans le limbe des feuilles, il convient donc d'opérer des coupes tangentielles au scalpel, coupes qui ont d'ailleurs l'avantage de fournir en même temps un certain nombre de cellales aquifères hypodermiques et de cellules ehlorophylliennes intactes,

La préparation bien fraiche, obtenue par arrachement dans le premier cas, par section dans le second, peut être plasmolysée graduellement ou brusquement. Parfois, enfin, il est préférable de soumettre la feuille tout entière à l’action des liquides plasmolysants. De là trois méthodes qu'il faut préciser.

Première méthode : La préparation étant dans l’eau, on fait passer lentement, entre la lame et la lamelle, une solution de chlorure de sodium, de nitrate de potassium, de sucre ou de glycérine. La concentration du liquide qui baigne l’objet augmente alors graduellement et on peut suivre, sous le microscope, toutes les phases de la plasmolyse, puis rendre aux cellules leur turgescence en faisant passer en sens inverse un courant d’eau pure.

Deuxième méthode : La préparation fraiche est placée directement dans une goutte d’une solution titrée de NaCI où de KNO5, puis examinée immédiatement, La même préparation peut être portée successivement dans des solutions titrées de plus en plus concentrées (4 4, 1‘ °L, 2 04, 2'L°,, 3 %o, # 0, 3 lo 6 Joy 8 Joy 10 lo 15 Jo, 20 °Jo.….), mais il vaut mieux,

en général, faire une série de préparations et déposer chacune d'elles dans une seule solution. On trouve ainsi, assez exactement, le degré de concentration nécessaire pour amener la contraction de lutricule protoplasmique de chaque catégorie de cellules.

Troisième méthode : Des feuilles adultes bien vivantes sont déposées pendant plusieurs heures où même plusieurs jours, soit dans l’eau, soit dans des solutions titrées de KNO5. C’est seulement lorsque tous les tissus ont pris le degré de turgescence ou de plasmolyse en rapport avec le liquide ambiant qu'on pratique des sections langentielles ou des coupes transversales. Les premières peuvent se faire au scalpel et s’observer dans une goutte du liquide ambiant. Pour les secondes, il faut tuer par la teinture d’iode les feuilles au sortir du liquide dans lequel elles ont séjourné, puis les inclure à la celloïdine et les couper au microtome. L'expérience m'a démontré que dans ces préparations les cellules ont gardé les caractères qu’elles présentaient au moment de la fixation par l'iode.

Nous ferons connaitre successivement les résullats obtenus avec les cellules épidermiques, les cellules hypodermiques aquifères, les cellules à chlorophylle et les cellules Stomatiques.

f. CELLULES ÉPIDERMIQUES,

Les cellules épidermiques très jeunes ne sont pas susceptibles de se plasmolyser d’une façon appréciable : leur protoplasme très dense, en effet, ne contient pas encore de vacuoles de suc cellulaire. Un peu plus tard (lorsque les cellules mères des stomates existent, mais ne sont pas encore accompagnées des cellules annexes), le protoplasme des cellules épidermiques proprement dites commence à se détacher de la membrane cellulaire sous linfluence d’une solution de KNO5 contenant au moins 5 °/, de ce sel (fig. 256). Plus tard encore (lorsque les cellules mères des stomates sont accompagnées des cellules annexes et commencent à se cloisonner), le même phénomène se produit avec une solution de KNOS à 3 'L°, (fig. 257). A l'état adulte, enfin, une solution de KNOS5 à 2 °,, suffit (fig. 258). Conservées dans l’eau pure, les cellules épidermiques adultes meurent

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généralement après deux ou trois jours et leur utricule protoplasmique perd toute turgescence (fig. 259).

Ces premiers résultats, obtenus d’une façon précise par la deuxième méthode, démontrent que la quantité des substances avides d’eau contenues dans les cellules épidermiques diminue avec l’âge ou du moins n’augmente pas proportionnellement à l’accroissement de ces cellules.

D'autre part, si l’on cherche à calculer, par la méthode plasmolytique de H. de Vries (202), la valeur de la turgescence des cellules épidermiques adultes, on trouve 4 ‘/ atmosphères. Mais ce chiffre me semble trop élevé. On sait, en effet, par l'exemple classique du Cephalaria leucantha (204), qu’au moment où l’utricule protoplasmique commence à se détacher de la membrane cellulaire, la cellule a déjà perdu une certaine quantité d’eau. L'expérience suivante démontre que, dans le Tradescantia, cette quantité est loin d’être négligeable. Un lambeau d’épiderme adulte bien intact, déposé dans l’eau sur une lame de verre, est replié sur lui-même, la cuticule en dedans. En meitant au point la partie recourbée, on peut dessiner à la chambre claire la coupe optique des cellules complètement turgescentes (fig. 260). On fait ensuite passer très lentement une solution saline très diluée (première méthode). Le volume des cellules diminue progressivement jusqu'à se réduire à la moitié environ de ce qu'il était au début, Putricule protoplasmique restant adhérente à la membrane cellulaire (fig. 261). Puis brusquement, sous Pinfluence d’une concentration un peu plus grande, l'utricule se détache de la paroi (*).

Les phénomènes qui se produisent dans les cellules vivantes sous l’action des substances avides d'eau comprennent donc deux périodes : durant la première, le corps protoplasmique, en se contractant, entraine avec lui la membrane cellulaire, il y a déturgescence ; durant la seconde, il abandonne la membrane el continue à se contracter seul, il y a plasmolyse. La durée relative de ces deux périodes doit certainement varier beaucoup suivant la

(*) Cette expérience ne réussit bien qu'avec l’épiderme des gaines foliaires, probablement parce que la cuticule y est plus souple et permet de recourber convenablement l’épiderme.

nature des cellules considérées dans diverses espèces de plantes. La première période est sans doute négligeable lorsque les membranes cellulaires sont peu extensibles et incapables de collabescence (cellules du Cephalaria leucantha cité plus haut); elle acquiert, au contraire, une grande importance lorsque les membranes cellulaires sont très extensibles ou capables de collabescence : l’épiderme du Tradescantia est dans ce cas (”).

Par une tout autre méthode, Vesque a constaté, dans le Tradescantia zebrina, qu'une cellule de l’épiderme peut « perdre, sans se plasmolyser, près du tiers de son volume initial dans une solution de salpêtre à 2 °/, abandonnée à l’évaporation » (198, p. 467).

Puisqu’il est bien établi que le début de la plasmolyse ne marque pas le commencement de la détente du corps protoplasmique, il est évident que la méthode de H. de Vries ne peut fournir d'indication précise sur la valeur de la turgescence des cellules capables de collabescence : le chiffre trouvé en basant les caleuls sur le titre de la solution produisant la plasmolyse est certainement trop élevé dans ce cas (*).

(*) A l’état de turgescence on oppose généralement l’état de plasmolyse, mais ce dernier ne marque que la seconde phase du phénomène de détente. Dès lors, il me parait utile de pouvoir désigner par le terme « déturgescence » ce qui se produit avant la plasmolyse. Parfois même, celle-ci ne se manifeste pas. Ainsi lorsqu'on plonge une Spirogyre dans la glycérine, toutes les cellules de cette algue s'écrasent sans que l’utricule protoplasmique se détache de la membrane : dans ce cas, il y a déturgescence, mais il n’y pas de plasmolyse.

On conçoit que la plasmolyse se produira à un moment variable selon les qualités physiques de la membrane (extensibilité, souplesse, collabescence). Si dans certains cas la plasmolyse est si rapide qu'elle rend la déturgescence à peu près nulle, l'épiderme du Tradescantia montre clairement qu’il n’en est certainement pas toujours ainsi.

(%) I m'a paru que ce sujet méritait de fixer l'attention. Dès la fin de l’année 1897, je l'ai soumis à M. le professeur L. Errera, si compétent en ces questions délicates de physiologie. Je dois m'en féliciter puisque, à la suite de cette communication, mon savant collègue a bien voulu m'adresser la lettre suivante, que je reproduis avec son autorisation. Je saisis cette occasion pour remercier cordialement M. le professeur L. Errera pour l'intérêt qu'il a bien voulu porter à mes recherches et pour la bienveillance avec laquelle il m'a permis de publier à cette place des renseignements dont l'importance n’échappera à personne.

« Mon CHER COLLÈGUE,

Vous avez bien voulu me communiquer vos remarques au sujet de la détermination

SUR LE TRADESCANTIA VIRGINICA, ETC. 181

Après avoir déterminé, aux divers âges de la cellule, les quantités minima de KNOS nécessaires pour plasmolyser le corps protoplasmique, nous allons étudier l'effet des solutions salines diversement concentrées sur des cellules adultes vues de face.

du pouvoir osmotique des cellules collabescentes et me demander inon avis sur cette question.

Évidemment, lorsque la cellule subit une diminution notable de volume avant de se plasmolyser, on doit, comme vous le dites, en tenir compte : car il en résulte une concentration croissante de son suc cellulaire, et les valeurs fournies par la méthode plasmolytique ordinaire seront donc supérieures à sa turgescence initiale. Bien que l’on ne paraisse pas s'être beaucoup préoccupé de cette correction, certains physiologistes y ont déjà songé, et Pfeffer, par exemple, dans la nouvelle édition de sa Pflanxenphysiologie (2e éd., 4897, I, p. 127), y fait nettement allusion.

Comment trouver alors le pouvor osmotique exact de la cellule? On ne peut chercher à déterminer une solution-limite qui amènerait le début de la diminution de volume de la cellule, car une telle limite n'existe pas : toute solution extérieure, pour peu qu’elle soit plus concentrée que le milieu normal, doit provoquer une certaine rétraction des cellules collabescentes, la pression interne étant toujours diminuée du montant de la pression extérieure, quelque minime que soit celle-ci.

Mais il y a un moyen bien simple de tourner la difficulté. Il suffit, en effet, de mesurer les dimensions de la cellule avant de la soumettre à aucune expérience, puis de déterminer la solution (de nitrate de potassium, par exemple) qui amène chez elle le début de la plasmolyse, et de mesurer de nouveau ses dimensions à ce moment. Si la forme de la cellule n'est pas trop compliquée, on déduira de là la diminution de volume qu’elle a subie ; et, en supposant que l’on ajoute à son suc cellulaire — dont on connaît le pouvoir osmotique au moment de la plasmolyse — la quantité d’eau nécessaire pour lui faire reprendre son volume initial, on obtiendra, très approximativement, le pouvoir osmotique (en NOSK) qu'il avait avant toute collabescence.

Les expériences de vérification que M. Van Rysselberghe a eu l’obligeance d'exécuter à l’Institut botanique de Bruxelles, confirment pleinement ce qui précède.

Tout d’abord, des cellules de Cladophora et de Spirogyra, dont la plasmolyse se produit respectivement par des solutions de 0.17 et 0.15 molécule-gramme de nitrate de potassium par litre, diminuent déjà sensiblement de volume dans une solution de 0.02 moléculegramme. de NO3K — solution d’un pouvoir osmotique certainement inférieur au leur.

Voici maintenant le calcul du pouvoir osmotique exact dans le cas d’une cellule cylindrique.

Soit R le rayon de la cellule à l’état normal;

L sa longueur à l’état normal ;

r le rayon de la cellule au moment de la plasmolyse;

L sa longueur au même moment ;

p son pouvoir osmotique déterminé par plasmolyse ;

æ son pouvoir osmotique vrai, avant toute collabescence.

Les solutions de KNO5 à‘, °,, 1 4, 1°} ne produisent aucun résultat visible au microscope parce que la déturgescence a simplement pour effet

D’après le principe que la pression osmotique d’une solution donnée est en raison inverse de sa dilution, c’est-à-dire du volume qu’elle occupe, on à :

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