CSH# ,NO? CSHS | | N (1) N (1) AN (5) CO N (2) (5) CO N.CH

| (l | NO? CH= 20; CP HC dcr (4) (3) (4) (3) acide picrolonique antipyrine

(2) La plupart de ces résultats analytiques ont été publiés en collabora- . tion avec Mme S. Kozonzmska (C. À. Acad. Sciences, t. 451, p. 243 (1913).

végétales, comme par exemple la léguméline de pois. On trouve :

Cérévisine Léguméline (1) AMMONAQUER ETES 0,67 4,23 His diner ee 2,02 2:27 ATEN ES LEE EE, 4,42 5,45 DST CAES EEE 8,10 3,03

Comme on le voit, la concordance dans les chiffres de répartion de l’azote obtenus par la méthode de Hatsmanx modifiée disparait dès que l'on met en regard les quantités de chacune des bases elles-mêmes ou sans doute de chacun des acides aminés pris isolément.

Si la léguméline est une protéine assez riche en arginine, on voit que la cérévisine est l’une des plus riches en lysine (2) qui soient connues C'est là un caractère intéressant qui donne à cette albumine une place à part et suffit à La distinguer des autres protéines d’origine végétale.

Il est instructif de comparer, au point de vue de la répartition de l'azote, les chiffres obtenus dans l’hydrolyse sulfurique de la zymocaséine et de la cérévisine avec ceux qui ont été donnés par la méthode de Hausumann (p. 122 et 123). Ces chiffres sont en 0/0 de l'azote total.

/ Zymocaséine Cérévisine CS GT GE hydrolyse hydrolyse Hausmanx sulfurique Hausmanx sulfurique Azote ammoniacal. . . . . 6,86 3,01. 5,89 3.43 AZOLeNUMIQUEr LR Ne RU 4,02 9,26 1,69 6,22

(4) Ossorne, The vegelable Proteins, p, 59.

(2) D'après les résultats de Scarœper (loc. cit.), qui a extrait jusqu’à 8,68 0/0 de lysine du mélange indélerminé, contenant vraisemblablement à la fois zymocaséine et cérévisine, qu'il a soumis à l'hydrolyse, la teneur de la cérévisine en lysine doit être encore plus élevée et comprise entre 9 et 10 0/0, car celle de la zymocaséine ne paraît pas atteindre 5 0/0.

THomas 9

Zymocaséine Cérévisine

TE LT hydrolyse hydrolyse Hausmanx sulfurique HaAusmanx sulfurique

Azote du précipité argentique con-

tenant arginine ethistidine. . » 25,18 » 18,78 Azote du précipité phosphotungstique + . re » 12,63 » 14,32 Azote de |’ Re SRE » 4,68 » 3,99 Azotesde l’arginine. =. « 7,56 » 8,84 Azatérde la lysine 20 » 5,14 » 9,64 Azote total des trois bases . . 26,67 17,38 23,69 21,87 Azote des acides monoaminés :

directement: 2272956039 43,83 67,03 52,42 par différence . . 62,45 69,39 68,73 68,48

Il est facile de déduire de ce tableau un certain"nombre de faits intéressants.

1° On voit que l’hydrolyse sulfurique produit moins d'ammoniaque et plus de substances humiques que l’hydrolyse chlorhydrique dans la méthode de Hausmaxn. Mais le total de l'azote ammoniacal et de l'azote humique ne change guère : 13,23 au lieu de 10,88 pour la zymocaséine, 9,65 au lieu de 7,58 pour la cérévisine. Ceci vient confirmer les faits signalés par KosseL et Kurscuer (1) à propos de l’hydrolyse de la gluten-caséine par l'acide sulfurique à 1/3 en volume ou 1/3 en poids, et par Upraxsxy (2) au sujet de l’origine des substances humiques : celles-ci proviendraient surtout de l’action des acides sur les groupements susceptibles de fournir de l'ammoniaque par hydrolyse ; ë

2° La précipitation de l'histidine et de l'arginine au moyen des sels d'argent est accompagnée par celle de produits azotés inconnus en quantité assez élevée, et il n'y a pas concordance entre les deux méthodes : on ne peut donc considérer la somme de l'azote enlevé par le précipité argentique et de l'azote enlevé ensuite par la précipitation avec l'acide phosphotungstique comme représentant l'azote basique ;

(1) Kossez et Kurscuer, loc. cit.

(2) Unrawskr, Zeits. physiol. Chemie, t. 12, p. 42 (1888).

Se 131 =*

3° Le précipité phosphotungstique qui contient la Lysine renferme également d'autres corps (en particulier, comme on le saif maintenant, la phénylalanine). La détermination de l'azote basique dans la méthode de Hausmann conduit donc toujours à des résultats trop forts, et d'autant plus élevés qu'il y a plus de ces produits dans la molécule étudiée.

Nature des acides monoaminés

La recherche et la séparation des acides monoaminés peuvent être faites par la méthode d'éthérification de E. Fiscaer. à condition de posséder une quantité assez importante de substance. J'ai dû, pour cette raison, renoncer momentanément à ce travail. Il ne faut d’ailleurs pas exagérer l'importance de cette lacune au point de vue du but poursuivi actuellement, qui est surtout de rechercher les caractéristiques les plus importantes des deux protéiques de la levure. La méthode d'éthérification, même entre des mains expertes, comporte des causes d'erreur assez importantes pour que les résultats qu'elle fournit aient beaucoup plus que la valeur d'indications sur les quantités des divers acides aminés présents dans la molécule (1).

Nous avons déjà, grâce au travail de Scaroœpver (/oc. cit.), d’utiles renseignements sur certains de ces acides aminés. Ainsi, nous savons que le glycocolle n'existe pas dans les protéiques étudiés, que la phénylalanine; la tyrosine et la cystine ne peuvent s’y trouver qu'en très faible quantité. Il ne faut donc probablement pas compter sur ces corps pour nous fournir des caractères différentiels. -

On en peut dire autant de la leucine ; présente dans toutes les molécules des protéiques en quantité assez notable, sa détermination, d’ailleurs difficile à faire exactement, ne nous apprendrait pas grand chose.

(1) AspernaLpen et We, Zeits. physiol. Chemie, t. 74, p. 445 (1914) ; t. 77, p. 59 (1912).

Celle des acides aspartique et glutamique semblerait devoir être plus profitable. Il en est de même du dosage du tryptophane, élément plus particulier, tant au point de vue de sa structure chimique qu’à celui de son importance physiologique, et dont la présence imprime à la molécule protéique un caractère beaucoup plus tranché.

Pour cette raison, je me suis proposé surtout de doser cet acide aminé dans les protéiques étudiés.

Dosage du Tryptophane. — Les solutions de zymocaséine, aussi bien que celles de cérévisine, donnent par addition d’une solution d'acide glyoxylique puis d'acide chlorhydrique concentré un anneau d’un violet intense à la surface de séparation des deux couches : c’est la preuve que ces protéiquës contiennent du trvptophane (1). En raison de l'intensité de la réaction obtenue, il est à prévoir que la quantité de cet acide aminé est assez notable. ©

En examinant les travaux publiés sur le dosage du tryptophane, on se trouve en présence de plusieurs méthodes ; la première est basée sur l'isolement direct du produit, les autres sur Pobtention d’une réaction colorée dont on apprécie l’intensité.

1° Méthode par isolement en nature. — Elle a été employée par Hopkins et Coce (2) qui ont utilisé la digestion trypsique pour détacher le tryptophane de la molécule protéique, puis l'ont séparé par précipitation au moyen du sulfate mercurique en milieu acidifié par l'acide sulfurique. Après décomposition du précipité lavé au moyen d'hydrogène sulfuré, on recommence encore une fois ce traitement. La solution obtenue est concentrée Jusqu'à cristallisation ; finalement, on sèche et on pèse. Hopkins et Coce ont ainsi directement retiré de la caséine 1,5 0/0 de son poids de tryptophane. Ce résultat, que les auteurs indiquent comme un minimum en raison des pertes inévitables, est à retenir.

(4) ABDERHALDEN, Lehrbuch d. physiol. Chemie, 3e édit., p. 380 (1914). (2) F. G. Horkws etS. Coue, J. of Physiology, t. 27, p. &18 (1901).

2° Méthode de titrage basée sur l'emploi d'une réaction colorée. — Le tryptophane en solution pas trop étendue donne avec l'eau de brome une coloration rouge violacé. Cette réaction à été d’abord utilisée par Levens et Rouizcer (1) pour le dosage volumétrique au moyen d’une solution titrée d’eau de brome. La fin du titrage était indiquée par le virage de la coloration du rouge-violet au jaune, ce qui correspond à la transformation du mélange de tryptophane monobromé et dibromé en combinaison dibromée. | SR

3° Méthodes colorimétriques. — Fasaz (2) a indiqué en 1912 un procédé basé sur l’action de l'acide sulfurique en présence de l'acide glyoxylique (réaction de Hopkins). [lse fait une coloration violette que l’auteur compare, au colorimètre, avec une gamme colorée obtenue au moyen d’une solution titrée de tryptophane pur (3).

Plus récemment, Herzreo (4) a publié une méthode qui repose sur l’emploi du p-diméthylaminobenzaldéhyde en présence d'acide chlorhydrique. La coloration bleue qui apparaît progressivement est comparée, au colorimètre ou au spectrophotomètre, à celle que fournit une solution titrée de tryptophane pur, comme dans la méthode de Fasar.

Le procédé qui consiste à extraire le tryptophane en nature est celui qui donne les résultats les plus certains ; il exige naturellement une quantité importante de matière protéique, ce qui le rend inapplicable dans beaucoup de cas. Je me suis attaché pour cette raison à étudier les méthodes colorimétriques, d’une application commode lorsque l’on ne dispose que de petites quantités de substance. Leur précision laisse tou-

(t) P. Levexe et C. Rouizcer, J. 0f biol. Chemistry, t. 2, p. 481 (1907).

(2) Fasau, Biochem. Zeits., t. 44, p. 392 (1912).

(3) Vorsener (Bull. Soc. chimique, 4e sér., t. 23, p. 361, 1918) trouve que l'acide glyoxylique n'intervient dans la réaction d'Apamkrewicz des protéiques qu’en fournissant de l’aldéhyde formique sous l’action de l'acide sulfurique concentré. Il remplace ce réactif par une solution de formol au 4/100. Vorsener n'indique pas si la réaction telle qu’il l’a modifiée reste caractéristique du tryptophane, ce qui est le point important. |

(4) E. Herzrern, Biochem. Zeits , t. 56, p. 258 (1913).

Jours à désirer, mais elle est au moins de même ordre que celle des méthodes d'isolement qui permettent actuellement de doser les acides aminés.

J'ai donc repris l'étude du procédé indiqué par Fasaz. Cet auteur prend 0 gr. 1 de substance desséchée jusqu’à poids constant, y ajoute 2 ce. de solution d’acide glyoxylique (obtenue par réduction d’une solution saturée d'acide oxalique avec l’'amalgame de sodium), puis 6 ce. d’acide sulfurique concentré; après avoir mélangé, il compare au colorimètre Dusosq avec le type de là gamme colorimétrique qui parait le plus voisin de la teinte obtenue.

Fasar, voulant contrôler sa méthode, détermine la teneur en tryptophane de la caséine ; il trouve le chiffre dè 0,65 0/0. Comme dans une préparation faite par ABDERHALDEN et Kewpe (1) ces auteurs avaient obtenu avec la caséine 0,53 0/0 de tryptophane, Fasas considère l’accord comme satisfaisant, sa méthode colorimétrique excluant, dit-il, les pertes.

En fait, en répétant le dosage selon Fasar avec de la caséine desséchée en poudre, j'ai obtenu le chiffre de 0,6 0/0. IL semble donc qu’il y a concordance. Malheureusement, on observe qu'après quelques heures de repos le mélange coloré en violet laisse surnager des grains très fins fortement colorés. C’est qu'une partie de la caséine ne s’est pas dissoute dans l'acide, accident presque inévitable avec la plupart des protéiques lorsqu'ils ont été séchés à l’étuve. J'ai alors pris de la caséine du même échantillon que j'ai finement pulvérisée au mortier d’agate, tamisée au tamis de soie fin, puis séchée jusqu’à poids constant. Une détermination faite sur cette poudre m'a donné la valeur de 1,78 0/0, la totalité du produit passant en dissolution dans l'acide sulfurique.

Ce chiffre peut être considéré comme en parfait accord avec celui de Hopkins et Core, qui est d’ailleurs indiqué par ABDER- HALDEN lui-même dans ses ouvrages (2). En travaillant avec la ue ABDERHALDEN et KEMPE, Zeits. Physiol. Chemie, t. 52, p. 208

(2) ABDERHALDEN, Lehrbuch d\physiol, Chemie, 3e édit., p 400 (1914).

méthode de Fasar, on peut donc arriver à des résultats satisfaisants, si on prend la précaution de pulvériser la substance assez finement pour qu’elle passe entièrement en dissolution dans l'acide ; l’auteur paraît avoir négligé cette précaution et . par suite tous les résultats publiés par lui semblent bien douteux. Sa méthode présente pourtant un très grave inconvénient : c'est de donner des colorations très variables, allant du bleu au rouge-violet, par toutes les teintes du violet. La comparaison au colorimètre avec la teinte bleue donnée par le tryptophane pur devient dès Lors difficile, souvent impossible. Lorsqu'il s’agit de protéiques très riches en groupements hydrocarbonés, la couleur est toujours rabattue par une proportion variable de brun et la comparaison est impossible. J'indiquerai simplement que la détermination du tryptophane par cette méthode dans les protéiques de la levure m’a donné les résultats approximatifs suivants :

Zymocaséine .-. 27,7. 2,00 à 2,50 0/0 Cérévisine . NS SR à DADPAN D DT

. Les déterminations faites avec la zymocaséine sont douteuses pour.la raison indiquée plus haut.

La méthode de HerzreLp parait devoir éviter les inconvénients de la précédente. En effet, le tryptophane, préalablement libéré de la molécule par la digestion trypsique, est mis en évidence au moyen de réactifs moins violents et Les colorations obtenues semblent être en rapport plus direct avec sa teneur dans la molécule protéique.

Herzrezo prend 1 gramme de protéique séché qu'il dissout dans 50 ce. d’une solution de carbonate de sodium à 0,5 0/0, ajoute 0 gr. 5 de pancréatine et laisse digérer 24 heures à l’étuve en présence de chloroforme et de toluène. Après ce temps, il mesure exactement 50 cc. de liquide refroidi et filtré, y ajoute 10 ce. de réactif au p-diméthylaminobenzaldéhyde puis 40 cc. d’acide chlorhydrique concentré et laisse

30 heures à la température ordinaire (1). Le liquide bleu est alors comparé, au colorimètre ou au Spectrophotomètre, avec celui qui est fourni par une solution titrée de tryptophane. Bien entendu, le tryptophane contenu dans la pancréatine est déterminé par une expérience de contrôle et il en est tenu compte dans le calcul du résultat.

Dans quatre déterminations faites avec la caséine, HERZFELD trouve : 0,52- 0,53 - 0,51 - 0,50 : moyenne : 0,515 0/0. En opérant par sa méthode, j'ai trouvé de 1,3 à 1,4 0/0. Quelles peuvent être les raisons de cette divergence ? Il y en à plusieurs.

D'abord, ici encore, la finesse de la poudre a son importance, car la dissolution dans le carbonate de sodium étendu peut n'être pas complète. Des poudres fines de caséine m'ont donné 1,60 et 1,63 au lieu de la teneur indiquée plus haut. Avec certaines substances, la finesse de la poudre ne suffit pas toujours et il faut avoir recours à un autre moyen, comme nous le verrons plus loin. En :

D’autre part, la durée de la digestion employée par Herz- FELD (24 heures) est insuffisante pour détacher la totalité du tryptophane fixé dans la molécule. Hopkins et Cox indiquent de laisser la digestion jusqu'à ce que la réaction à l’eau de brome soit maximum, ce qui peut exiger 7 jours. On sait d'ailleurs que la quantité de tryptophane libérée augmente nettement dans les premiers jours de la digestion.

Enfin, Herzreun parait négliger complètement l'action de la lumière sur le développement de la réaction colorée qu'il utilise. J’ai observé qu’un mélange laissé à l'obscurité se colore beaucoup plus lentement qu'un autre mélange identique placé en pleine lumière. Sur une table, dans un laboratoire, des différences d’éclairement produisent des différences d'intensité dans la couleur des échantillons placés côte à côte. De plus, la durée de 30 heures qu'il indique est plutôt insuffisante ; j'ai

(1) Ce réactif a la composition suivante :

p-diméthylaminobenzaldéhyde A A ARE 20 gr. Acide chlorhydrique concentré . . . . . 500 ce. RC moe» TRUE 500 cc,

obtenu après 48 heures et même 60 heures des résultats plus comparables.

J’ajouterai qu'il n’y à aucun intérêt, au point de vue de la précision, à remplacer le colorimètre par le spectrophotomètre ; ces deux instruments se complètent plutôt. Le colorimètre donne de très bons résultats pour comparer les teintes bleues de faible ou moyenne intensité, dans lesquelles une légère différence de coloration ne gêne pas la comparaison et dont le pouvoir absorbant est trop petit, sous faible épaisseur, pour permettre utilement l'emploi du spectrophotomètre. Inversement, ce dernier instrument convient très bien pour comparer des solutions intensément colorées, avec lesquelles l'emploi du colorimètre n’est pas recommandable (1).

J'ai, en tenant compte de ces faits, employé le mode opératoire suivant :

La substance desséchée est pulvérisée finement et tamisée à travers un tissu de soie serrée, puis la poudre est séchée à Pétuve jusqu'à poids constant. On pèse exactement un poids voisin de 0-gr. 40 de produit et on le dissout, en broyant au mortier, par petites portions, dans une solution de carbonate de sodium à 0,5 0/0. On complète ensuite à 200 ce. avec cette solution. Certaines substances ne se dissolvent pas complètement dans ces conditions. On prend alors une quantité convenable de préparation à l’état humide, soit coagulée par la chaleur, soit précipitée et lavée, et on l’essore avec soin. On prélève deux portions de même poids — environ 2 grammes — de la masse humide et on dessèche l'une à l’étuve jusqu'à poids constant, tandis que l’autre est dissoute dans 200 cc. de la solution de carbonate de sodium. On connait ainsi le poids de matière sèche en solution.

La solution, additionnée de 0 gr. 10 d’une préparation active de pancréatme, puis de 5 ce. de chloroforme et de 5 cc. de toluène, est placée à l’étuve à 37° et abandonnée à cette tem-

(1) J'ai employé dans ces recherches le spectrophotomètre de C. Fév, construit par la maison Braupoin, rue Lhomond, à Paris.

pérature. On prélève après chaque période de 24 heures un volume déterminé de liquide que l’on essaie à l’eau de brome après neutralisation. Quand la coloration ne parait plus augmenter d'intensité (5 à 7 jours), on prélève avec une pipette une certaine quantité de liquide que l'on filtre et on mesure 50 cc. de filtrat auquel on ajoute 10 cc. de réactif au p-diméthylaminobenzaldéhyde, préparé comme plus haut, puis assez d'acide chlorhydrique concentré et pur pour amener le volume à 100 cc. On mélange et on laisse à la lumière, en disposant à côté, soumis au même éclairement, un ballon semblable dans lequel on à mis avec le réactif et l'acide chlorhydrique, 50 cc. d'une solution de tryptophane pur (1) de richesse connue (0,004 à 0,010 0/0). Après 40 à 48 heüres, on compare les teintes au colorimètre ; on fait de nouveau cette comparaison après 50 à 60 heures et on calcule la richesse en tryptophane.

. Voici un exemple de détermination. On a digéré un poids de caséine correspondant à 0 gr. 45 de produit sec, dissous dans 200 cc. de solution avec 0 gr. 10 de trypsine. La réaction est faite sur 50 cc. de solution, amenés à 100 ec. Une épaisseur de 0,95 de ce liquide correspond au colorimètre à une épaisseur de 1,0 du liquide obtenu avec 10 ce. de solution de tryptophane à 0,02 0/0 amenés à 100 ce.

La solution de tryptophane contient :

00 — — 0,002 0/0 de tryptophane.

La solution de caséine contient :

Ê ET == 0,0021 0/0 de tryptophane.

La totalité de la digestion de caséine contient :

(1) Le tryptophane qui a servi à ces comparaisons provenait de la maison Horrmanx La Rocue, place des Vosges, à Paris.

IL'est commode d’en préparer une solution à 0,02 0/0, que l'on dilue plus ou moins au moment de l'expérience.

Eu

ci —= 0 gr. 0084 de tryptophane.

La trypsine employée renfermait, d’après la détermination préalable, 0,70 0/0 de tryptophane, soit 0 gr. 0007 pour 0 gr. 10, quantité utilisée.

Il reste donc 0,0084 - 0,0007 — 0 gr. 0077 de tryptophane pour 0,45 de caséine, ce qui fait :

Ts — == 1,71 0/0.

En travaillant dans ces conditions, j'ai obtenu avec les protéiques de la levure les teneurs suivantes :

Pa II III moyenne ZYINOCASÉME EN. 2, 1,64 1,40 1,50 1,51 Gérévisines à cn: 2,20 2,144 2,50 2,28

Si on compare ces chiffres à ceux qui ont été fournis par la méthode de Fasaz (2 à 2,50 pour la zymocaséine, 2,40 à 2,67 pour la cérévisine), on voit que la concordance, assez bonne pour l’albumine de levure, ne l'est pas pour la phosphoprotéine ; j'ai dit déjà que la présence de groupements hydrocarbonés modifie la couleur de la réaction glyoxylique et peut fausser le dosage basé sur cette coloration.

Comme on le voit, la teneur de la caséine en tryptophane, variable entre 1,7 et 1,8 0/0 d’après les deux méthodes (1),

(4) Antérieurement à la publication de Herzrezn, W. von Moraczewski (Biochem. Zeits., 1. 54, p. 340, 1913) dans un travail sur les quantités . d’indol produites dans la digestion et la putréfaction de certains protéiques, arrive à la conclusion que la caséine fournil très peu d’indol et par suite contient peu de tryptophane. D’après la quantité d'indol trouvée, il calcule une teneur de 0,6 0/0, voisine de celle indiquée par Fasaz. Mais, comme le fait remarquer avec raison Herzreco dans son travail (loc. cit., p. 260), les méthodes basées sur la détermination de l’indol obtenu par décomposition au moyen des bactéries et le calcul ultérieur du tryptophane correspondant ne conduisent pas à des résultats constants. On peut néanmoins s’étonner que ce dernier auteur trouve, par sa méthode, un chiffre assez voisin de celui de Moraczewski, et concordant, en somme, avec le résultat fourni par le procédé qu'il critique.

concorde suffisamment avec les résultats de Hopkins et Coxe pour pouvoir être admise.

La zymocaséine de la levure, déjà si proche de la caséine du lait par d’autres caractères, s’en rapproche encore par sa teneur très voisine en tryptophane (1,5 0/0).

Enfin, la cérévisine, avec sa teneur de 2,3 0/0 environ, est l'une des substances protéiques les plus riches en tryptophane, sinon la plus riche, qui soient connues; cette richesse, jointe à la quantité élevée de lysine qu’elle donne à l'hydrolyse, suffit à la faire classer dans un groupe tout à fait à part.

Hydrolyse diastasique -

Les protéiques de la levure subissent facilement l'hydrolyse diastasique ; le suc de levure lui-même contient des protéases très actives, puisque après quelques joursde conservation à Pétuve à 37, il ne renferme plus d’albumine coagulable, ainsi que l'ont d’abord montré Gerer et Han. Le tableau suivant, donné par ces auteurs, indique bien la marche de la digestion (1) : ;

Poids Azote Azote

Extrait Azote de du du sec total coagulum coagulum liquide

Sue frais. cos 1,45 5,99 0,93 0,52 Après 4 jour. =; — — 1,87 0,25 149 LS rte — — 0,50 0,05 1,40 id Ent — — 0,28 0,025 1,42 RO RENE — — 0,21 0,02 +1,43

D’après eux, il s’agit d’une endotryptase qui serait accompagnée d’érepsine. Les recherches plus récentes de Derxey (2) ont montré dans le suc de levure la présence d’une peptase, d’une tryptase et d'une érepsine analogues à celles du tube digestif de l’homme. Les concentrations optima en ions hydrogène pour ces ferments sont : pr — 4-4,5 pour la peptase, px — 7,0 pour la tryptase, pa — 7,8 pour l’érepsine.

(1) Ham et Gerer, Die Zymasegährung, % partie, p. 295. (2) Derney, Biochem. Zeits., t. 84, p- 407(4947).5::

La présence d’érepsine explique pourquoi Haëx et Gerer n'ont pu trouver de peptones dans le suc de levure autolysé. Après une digestion poursuivie pendant une heure seulement, à 37°, il n'existe que des traces d’albumoses, pas de peptones, et le liquide contient déjà de faibles quantités de leucine et de tyrosine. Si on fait une digestion ralentie à la glacière, à une température de 5°, on obtient au bout de 14 jours 0 gr. 5 seulement de deutéroalbumose pour 100 cc. de suc (1). La présence de peptone aurait été constatée par WRroBLewski dans le suc de levure (2), probablement par erreur.

Ce sont évidemment ces mêmes ferments qui agissent dans l’autodigestion de la levure et qui donnent finalement toute une série d'acides aminés. Sans s'arrêter aux recherches anciennes de Bécaaur (3), de Scuurzensercer (4), de Nzæçeu et Lœw (5), de SALKOWSRKI (6), ete., il- faut arriver aux travaux de Kurs- CHER (7) qui donne une liste assez complète de ces acides aminés : acide aminobutyrique, leucine, tyrosine, acides aspartique et glutamique, histidine, “arginine, lysine. On y trouve aussi de l’ammoniaque, de la choline et des bases puriques, guanine et adénine surtout, xanthine et hypoxanthine à l’état de traces. Ces dernières proviennent évidemment de l’action d’une nucléase.

J'ai essayé de produire l’hydrolyse diastasique des protéiques de levure, isolés et mis à l'abri des ferments autolytiques, au moyen de pepsine et de trypsine animales.

1° Zymocaséine. — Une solution de 2 grammes de zymocaséine dans 100 cc. de carbonate de sodium à 0,5 0/0 est additionnée d'acide chlorhydrique étendu jusqu'à neutralisation ; on verse alors un excès d'acide, tel que la teneur en HCI réel

(4) Haux et Gerer, loc. cit., p. 807.

(2) Wroszewski, /oc. cit.

(3) Bécnamr, C. R. Acad. Sciences, t. 61, p. 689 (1865) et suiv.

(4) SCHUTZENSERGER, C. À. Acad. Sciences, t. 78, p. 493 (1874).

(3) Næçeur et Læw, J. f. prakt. Chemie, t. 125, p. 403 (1878).

(6) E. Sazxowsxi, Zeits. physiol. Chemie, L. 43, p. 506 (1889).

(7) Kurscner, Zeits. physiol. Chemie, t. 32, p. 59 et 419 (1901); t. 34, p.517 (1902). Kurscner et Lonmann, Zbid., t.39, p.159 et 313 (1903).

soit de 0,3 0/0, puis on ajoute 0 gr. 10 de pepsine active (1) et on place au bain-marie à 45°.

Après 30 minutes, le précipité, devenu d’abord translucide, a presque disparu. Au bout de 2 heures, on neutralise, on filtre et on examine les réactions du liquide. Celui-ci, acidulé par l'acide acétique, ne se trouble päs par chauffage à l'ébullition. Par addition ménagée d’acide nitrique, il donne un trouble qui disparait par un léger chauffage et reparait par refroidissement. Saturé avec du sulfate d'ammonium ou du sulfate de zinc en poudre fine, il donne un léger précipité blanc. Ce liquide contient donc des albumoses, mais en faible quantité.

La solution dont on à précipité les albumoses par le sulfate d’ammonium est filtrée et soumise à une dialyse rapide, afin d'enlever la majeure partie du sel dissous. Le liquide clair ne précipite plus par l'acide nitrique, mais donne avec l'alcool un précipité un peu visqueux ; avec le chlorure mercurique, il fournit un précipité blanc volumineux. Les réactions colorées présentent des intensités variables :

AUDE a Ne intense (rose vielacé) Xanthoprotéique. . . faible MIÉFONSERS ET RER faible HER ESS nette LIEBERMANN. . . . . nette

IL s’agit done bien de peptone.

La solution de zymocaséine dans le carbonate de sodium, additionnée de 0 gr. 10 de trypsine commerciale (2) et soumise à la digestion au bain-marie à 45° devient tout à fait transparente et fluide au bout de peu de temps. Après 2 à 3 heures, le liquide ne précipite plus que faiblement par l'acide nitrique ; il montre les mêmes réactions que celui qui provient de la digestion pepsique. |

2° Cérévisine. — J'ai employé environ 10 grammes de Coagu-

(1) Pepsine Armour, titrant 360 d’après l'essai du Codex, (2) Trypsine très active, provenant de Merck.

lum humide obtenu par chauffage de la solution acidifiée à l'ébullition et lavage à l’eau bouillante.

Cette masse humide a été délayée dans l'acide chlorhydrique étendu contenant 0,3 0/0 d'acide réel et placée au bain-marie à 45° après addition de 0 gr. 10 de pepsine. Le coagulum se gonfle et en quelques instants la masse entière devient gélati- : neuse et transparente ; la liquéfaction se produit ensuite très rapidement. Au bout de 2 heures, on peut constater dans le liquide filtré et neutralisé la présence d’albumoses et de pepones, avec peut-être une proportion d’albumose plus élevée que dans le cas de la zymocaséine.

Si on ajoute à ce liquide 10 0/0 de suc de levure LeBenew et si on l’abandonne à l’étuve à 37° après addition de toluène et de chloroforme pour en assurer la stérilité, on voit que la réaction du biuret diminue très vite d'intensité ; elle a totalement disparu au bout de-3 jours.

Le coagulum humide de cérévisine, délayé dans une solution de carbonate de sodium à 0,5 0/0, additionné de 0 gr. 10 de trypsine et placé au bain-marie à 45°, se gonfle et se dissout très rapidement. Au bout de 2 à 3 heures, il montre également la présence d'albumoses et de peptones.

La cérévisine séchée à 110° et pulvérisée constitue une poudre formée de particules très dures et très résistantes ; aussi ne se laisse-t-elle pas attaquer rapidement par les ferments digestifs. Il est nécessaire, si on emploie ce produit, de le pulvériser très finement et de tamiser la poudre obtenue, pour obtenir des digestions suffisamment avancées.

On voit en résumé qu'il est possible d'obtenir des peptones véritables avec les protéiques de la levure ; c'est seulement la présence d’érepsine dans le suc de levure qui fait disparaitre ces peptones dans les produits d’autolyse.