RIRES

il donne au colorant une teinte rose, un peu violette. IT v à généralement une très grande vacuole ou bien deux ou trois vacuoles de moyenne taille. Parmi les granulations du cytoplasme, on reconnaît des plastes à amidon qui peuvent être assez gros et des microsomes. La coque du grain de pollen demeure intacte pendant le séjour dans l’eau (fig. 1, pl. IX) ; ceci tient sans doute à ce que la pression développée à l’intérieur du grain n'est pas suffisante pour provoquer la rupture.

Pollen du 25 février. — Le rouge neutre est pris très vite et très bien sans qu'il y ait d'éclatement de la coque du grain de pollen causé par le séjour dans l’eau. Il existe de grandes vacuoles comme dans les grains observés précédemment et qui sont plus éloignés de la maturation. Mais il y a aussi une tendance très nette dans beaucoup de cas à un morcellement de vacuoles. Dans certains même, on trouve de nombreuses petites vacuoles rondes isolées et des stades intermédiaires existent qui font assister à la fragmentation de la grande vacuole primitive. Les vacuoles sont encore acides (teinte presque violette du rouge neutre) (fig. 2, pl. IX).

Le bleu de crésvl essayé dans les mêmes conditions, pénètre tout aussi facilement : il donne une coloration presque verdâtre à la vacuole ce qui est aussi un témoignage d’acidité.

On observe de l’amidon comme dans les stades antérieurs.

Maturation du grain de pollen. — La maturation se produit très rapidement, par temps sec, à partir du stade précédent. Le pédicelle du bourgeon mâle s'accroît très vite, puis les sacs polliniques fermés jusque là, s'ouvrent et mettent le pollen en liberté.

Deux phénomènes essentiels se produisent à l’époque de la maturation dans le grain de pollen. D'une part, le morcellement de l’appareil vacuolaire qui passe en quelques jours de l'état « grande vacuole » à l’état de très petites sphérules indépendantes dans le cytoplasme ; d'autre part la disparition de l’amidon, très abondant avant la maturation et dont il ne

persiste plus trace dans Île pollen mür. Cette assimilation rapide de l'amidon au moment de la maturation est assez curieuse à constater, car ce n’est pas un phénomène habituel ; il semblerait plus naturel que la réserve d’amidon persistät dans le grain de pollen mûr de façon à être utilisée plus tard pendant la germination.

Lorsqu'on place du pollen mûr dans une solution faible de rouge neutre dans l’eau, il se produit rapidement une pénétration du colorant à travers la coque du grain et la couche interne mucilagineuse de l’exine se colore bientôt en jaune, puis le rouge pénètre dans le cytoplasme et vient se fixer sur de nombreuses petites vacuoles rondes qui prennent une teinte rosée. Souvent la teinte du vacuome est orangée, ce qui indique une réaction basique et l’on remarque que plus le pollen est mûr et sec plus la nature du vacuome a tendance à être alcaline.

Au bout de quelques minutes, le gonflement très considérable de la membrane provoque généralement l'éclatement de la couche externe dure et inextensible (couche cutinisée de l’exine) et la cellule pollinique se trouve libre dans l’eau entourée par une épaisse paroi mucilagineuse (fig. 4, pl. IX).

Si la coloration vitale est très bien réussie et si le pollen est bien mûr, on observe dans le cytoplasme une grande quantité de petites sphérules orangées (il est difficile de les compter, mais leur nombre paraît dépasser la centaine) et un gros noyau nucléolé au centre du grain. Dans les cas favorables, nous avons noté qu'il y avait des inclusions incolores dans les sphérules vacuolaires, ce qui justifierait une comparaison avec les grains d’aleurone.

Cette évolution des vacuoles à la maturation est évidemment sous la dépendance de la perte d’eau qui se produit à cette. époque. Cette déshydratation explique le morcellement de la vacuole, la concentration du suc des petites sphérules

et le dépôt d’un corpuscule à l’intérieur de certaines d’entre elles.

Le grain de pollen avant maturation renfermait de gros grains d’amidon : très rapidement celui-ci disparaît. Dans le pollen du bourgeon ouvert, il n’y à plus traces .d’amidon et accru, mais qui n'est pas ouvert, il en reste encore quelques traces (très petits grains se colorant en gris pâle). Dans le pollen du bourgeon ouvert, il n’y a plus traces d’amidon et le grain de pollen placé dans l’eau iodo-iodurée prend une teinte jaune uniforme.

Les faits cytologiques importants de la maturation du grain de pollen chez l'If sont donc : l’accroissement du cytoplasme, le morcellement des vacuoles et le changement de réaction du suc vacuolaire qui devient alcalin, puis la disparition concomitante de l’amidon qui est consommé.

ART. 4. — CEPHALOTAXUS FORTUNEI.

Le pollen à été prélevé à diverses époques sur un arbre de l'Ecole de Botanique.

Le 7 mars. — Nous faisons un examen dans l’eau des grains de pollen isolés par écrasement des sacs polliniques de façon à nous rendre compte de leur état d'évolution. Les grains sont au stade de tétrades ou bien disposés par deux ; enfin quelques-uns sont isolés. Il existe à ce moment beaucoup d’amidon et le noyau nettement visible .est granuleux. Dans quelques'cas une grande vacuole incolore est reconnaissable ; elle est en forme de croissant. On constate que les vacuoles ne se colorent pas par le rouge neutre.

Le 4 avril. — Les grains de pollen s’isolent facilement dans l’eau après écrasement des sacs polliniques. On rencontre souvent à cette époque des grains de pollen isolés, unicellulaires et encore quelques rares tétrades. L’amidon est très abondant, en grains très gros et assez nombreux, disposés dans le cytoplasme autour du noyau qui est bien visible, arrondi et granuleux. Les grains d’amidon sont simples ou composés et ils sont très nets grâce à leur réfringence spéciale.

Le grain de pollen est entouré par une membrane assez épaisse au-dessous de laquelle s'observent dans le cytoplasme de nombreux microsomes. Les grains d’amidon sont au con: traire groupés autour du noyau. La coloration vitale au rouge neutre réussit bien. On met ainsi en évidence de grosses sphères vacuolaires indépendantes qui se teignent en rose par le rouge neutre (fig. 5, pl. IX).

Le 1% mai. — Nous observons une division de grains de pollen au stade de la métaphase dans le grain coloré vitalement par le rouge neutre : le système vacuolaire se trouve à l’état de petites sphérules colorées en rose. Les chromosomes sont incolores, mais ils sont bien visibles comme des bâtonnets plus réfringents que le reste du cytoplasme. L'ensemble du noyau en division n’est pas central, mais situé vers l’un des pôles de la cellule où se formera plus tard une petite cellule (cellule générative) (fig. 6, pl. IX).

À cette époque on observe des stades de grains bicellulaires très nombreux. Le séjour dans l’eau détermine rapidement comme chez le Taxus, l’éclatement de la coque cutinisée et il devient facile d'observer le contenu des cellules du pollen car elles sont très transparentes. Leur ensemble est allongé et de forme ovoïde ; il comprend une grande cellule végétative et une petite cellule générative située du côté du petit bout de l’ovoïde et qui a une forme hémisphérique (1) (Fig. T, DL

Lorsqu'on à essayé la coloration vitale, on constate que la petite cellule est plus lente à se colorer que la grande : il faut ordinairement une demi-heure ou une heure pour obtenir un résultat et la teinte prise est toujours différente de celle de la grande cellule. Cette dernière renferme un noyau central nucléolé et dans son cytoplasme s’observent de très nombreuses vacuoles roses ; des grains d’amidon réfringents sont visibles autour du noyau.

(1) Comme chez les Cupressinées, la cellule générative donne naissance, après

une première division en cellule pédicelle et cellule anthéridiale, à deux anthérozoïdes. Ces divisions n’ont lieu qu'un an après la pollinisation.

ne

Le colorant qui a pénétré dans la cellule végétative passe ensuite à travers la membrane mitoyenne et vient se fixer sur le vacuome de la cellule reproductrice. Ce vacuome peut se présenter sous plusieurs aspects différents : ou bien on le trouve constitué par un certain nombre de petites vacuoles sphériques et alcalines (coloration orangée).ou bien c’est un réseau vacuolaire orangé dont la forme est très irrégulière et d'ailleurs changeante. Dans une observation de l’un de ces réseaux, nous avons dessiné trois dispositions successives qui se sont sucédées dans l’espace d’une minute. Cet état du vacuome ne peut guère se comprendre, sans admettre qu’il est formé d'une substance visqueuse ; lorsque la quantité de matière vacuolaire est moindre, on peut observer de réseaux excessivement fins, mais qui se détachent toujours avec une netteté parfaite sur le fond incolore.

Il existe également dans la cellule générative de petits grains d’amidon autour du noyau (fig. 7 et 8, pl. IX).

Nous avons fait l’essai de quelques autres colorants vitaux dont les résultats ont été notés. Avec du pollen presque mûr, le bleu de crésyl, si la concentration du colorant est faible, ne donne aucune coloration; si au contraire la concentration est forte, la pénétration s'effectue : dans la cellule végétative, les grosses sphérules se teignent en bleu vert ; dans la petite cellule générative, les vacuoles se teignent en violet métachromatique assez foncé.

Le bleu de méhylène n’a donné aucune résultat ; le bleu du Nil réussit au contraire et colore les vacuoles de la grande cellule en bleu vert, mais l’on ne parvient pas à colorer la petite cellule reproductrice.

ART. 5. — GINGKO BILOBA.

Le pollen a été étudié sur un arbre planté dans le Jardin

des Plantes à Paris.

Les divisions de maturation se produisent au début de

mois d'avril. À cette époque, nous n'avons pas réussi de colorations vitales des vacuoles ; mais l’on obtient par contre la fixation du rouge neutre sur les chromosomes du noyau (Voir les indications à ce sujet dans le chapitre spécial concernant

les colorations vitales).

Vers le milieu d'avril, le grain de pollen isolé dans le liquide nutritif du suc, montre la structure suivante : il existe un seul noyau souvent placé sur le côté et une vacuole très crosse se distingue facilement; enfin une réserve assez abondante de gros grains d’amidon se trouve dans le cvtoplasme. Le vacuome à ce stade ne fixe pas le rouge neutre et nous n'avons pas pu obtenir de coloration vitale.

Au mois de mai, se produit la maturation du pollen. Les étamines de Gingko qui étaient vertes précédemment commencent à jaunir. Le pollen se montre cloisonné et comprend à maturité quatre cellules, une grande qui est la cellule végétative et trois autres cellules aplaties dont la première est la cellule générative tandis que les deux dernières sont des cellules prothalliennes.

À ce moment, on obtient une coloration vitale dans ces éléments. Dans la cellule végétative, il y a de nombreux sphérules vacuolaires se teignant en rose par le rouge neutre. Dans les petites cellules, on voit des granulations du vacuome colorées en rouge (1) (fig. 17, pl. IX).

I n'existe pas de différence de réaction entre le suc vacuo: laire de toutes ces cellules.

ART. 6. — ETUDE DU POLLEN DES GYMNOSPERMES APRÈS FIXATION (MÉTHODE DE REGAUD).

Nous avons vu qu'il était possible de reconnaître et de distinguer dans les grains de pollen examinés vivants, la plupart des éléments constitutifs du cytoplasme. Cependant, la pré-

(1) La dernière cellule prothallienne est très aplatie et ne possède pas de contenu discernable.

sence des plastes dans le pollen est surtout révélée par la présence de l’amidon dont ils sont porteurs, si bien que ce n’est pas une simple observation vitale dans ce cas qui permet de se rendre compte de l'existence des plastes ; d'autre part, c’est précisément dans des exemples de grains de pollen ou de germinations incolores que l’on à anciennement parlé d’une naissance de l’amidon directe, au sein du cytoplasme. Pour toutes ces raisons, il était nécessaire d'appliquer aux grains de pollen des Gymnospermes une méthode de fixation et de coloration qui mît en évidence les plastes et qui permît d'affirmer leur existence en toute certitude. 1

La méthode de Regaud à pu être employée à cet effet, bien qu'elle ne réussisse pas toujours : on sait que les grains de pollen, au voisinage de la maturation ne se prêtent pas aisément à la fixation à cause de la présence d’une membrane fortement cutinisée, de sorte que les résultats obtenus sont assez médiocres.

Pendant le stade de cellules mères et avant les divisions réductrices, il est au contraire plus facile de réussir de bonnes préparations. C'est à cette période qu'ont été colorées des cellules mères du pollen chez le Gingko biloba (pl. IV, fig. 16). On voit qu'à ce moment le vacuome non coloré se trouve à l’état de petites vacuoles claires et on remarque dans le cytoplasme des granulations parmi lesquelles on ne peut faire aucune distinction. Par suite de leur grosseur assez uniforme, il semble qu'il s'agisse uniquement de corpuscules appartenant au plastidome.

Dans la période qui suit de près les divisions réductrices, au moment où les grains de pollen se trouvent réunis par groupes de quatre, en tétrades, nous avons eu de bons résultats dans nos préparations chez le Cephalotaxus Fortunei.

Le vacuome non coloré, constitue à ce moment un système de canalicules plus ou moins anastomosés en un réseau. On observe à ce moment une très bonne distinction entre des plastes globuleux et relativement gros et des éléments de taille

beaucoup plus file, répartis en abondance à l'intérieur du cytoplasme. Ces derniers semblent correspondre aux éléments du sphérome que l’on voit sur le vivant (Fig Le ABIAINI)

Enfin chez Taxus baccata, des portions de sacs polliniques ont été fixées au début du mois’ de février. Les préparations ont été moins satisfaisantes que pour les exemples précédents, en raison de la cutinisation avancée des enveloppes du pollen à cette époque. Elles mettent cependant en évidence d'une façon très nette des plastes, répartis autour du noyau et dans les travées cytoplasmiques et ceux-ci correspondent évidemment par leur taille et leur situation aux corpuscules amylacés du pollen vivant. Les vacuoles assez grandes à ce stade se détachent en clair et l’on ne remarque pas de corpuscules colorés à leur intérieur (Fig. 18, PI. IV).