TECHNIQUE

Les anatomistes qui se livrent à des recherches histologiques se rapportant à l’étude de la course des faisceaux ou à Panatomie générale, savent combien il est difficile de se rendre compte d’une façon nette, par la méthode des coupes, de la structure complète d’un organe. On sait aussi la diffi- culié que lon renconire poar obtenir les séries de préparations nécessaires permeitant, par la reconstitution des plans successifs, de rétablir et de comprendre Ja structure d’ensemble. À plus forte raison, lorsqu'il s’agit d'étudier des embryons jeunes et de rechercher les relations vasculaires qui existent dans leurs diverses parties, renconire-i-on de sérieuses difficultés ; il est même certaines feuilles minces, délicates qui ne se prêtent que très difficilement à l’étude, par la méthode des coupes.

Dans le cours des recherches entreprises en particulier chez les Balsaminées, j'ai rencontré de telles difficultés techniques que j'ai éié forcé de chercher des procédés nouveaux d'observations. Ces procédés applicables d’une façon générale à lPétade des organes végétaux, seront consignés ici brièvement : ils ont, somme toute, pour unique but, de rendre l’organe à étudier le plus transparent possible, de façon à permettre à l'observateur de voir et de comprendre la structure d'ensemble de cet organe, et les rapports des tissus entre eux. Par la méthode des coupes à la paraffine ou au savon [procédé Godfrin (‘| on pourra vérifier les résultats obtenus.

Tous les organes végétaux vivants ont des contenus qui, s’ils sont intéressants à certains points de vue, sont gênants pour les recherches anatomiques, et il est bien évident que

(1) Gonrmn, Société des Sciences de Nancy, t. 1888.

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si Hegelmayer avait pu se débarrasser du contenu cellulaire qui existe au sommet de la radicule primaire de la Capucine jeune qu'il a étudiée, il aurait vu la prolifération des cellules de cette région qu'il semble indiquer comme problématique (°).

L'idéal pour un anatomiste est en effet de voir par transparence les organes à étudier, et depuis longtemps les réactifs de dissolution et les procédés de coloration des tissus sont appliqués dans les laboratoires pour les coupes fines. J’ai voulu faire l’application de ces méthodes à des organes entiers et les résultats obtenus ont été satisfaisants.

Pour les /mpatiens et les Tropæolum, deux séries de procédés ont été employés, permettant d'examiner les organes sans coloration préalable (embryon, tige, feuille, cotylédons) ou après coloration de quelques-uns des éléments (tige, feuilles).

Embryon. — Les embryons jeunes disséqués à la loupe montée, qui sont habituellement très riches en matériaux de réserve, ont été portés d’abord dans l'alcool pendant quelques minutes, puis successivement et avec grandes précauuons dans l’eau de Javel et, après lavages à l’eau, dans une solution de potasse étendue. Il faut avoir soin de surveiller attentivement l'opération et arrêter l’action des réactifs juste à temps quand le jeune embryon est devenu d’un blanc clair. Après lavage à l’eau étendue de formol (5 p. 100) qui donne de la consistance aux parois cellulaires, on porte dans des alcools successifs, puis on examine directement ou après coloration. Pour la coloration j'ai employé constamment le brun de Bismarck en solution alcoolique qui colore fortement toutes les membranes cellulaires.

Après lavage à l'alcool absolu, le jeune embryon, complètement déshydraté, est porté dans un mélange de xylol et alcool, ou de toluol et alcool, ou encore dans l'essence de

(1) Hxcermayer, Vergleichende Untersuchungen über Entwicklung dicotyledoner Keime. Stuttgart, 1878.

girofle et monté sur une plaque portant en son centre une peute cavité, de façon à permettre à l’embryon (atteignant seulement parfois un quart de millimètre de longueur) de rester en suspension dans le liquide. On peut recouvrir d’une lamelle et sceller à la cire ou au baume du Canada.

Ainsi préparés, les jeunes embryons sont visibles par transparence.

On peut aussi, à ce moment, les porter à l’étuve dans la paralfine ; celle-ci pénètre assez vite, et les coupes peuvent être faites au microtome à bascule, l'orientation de lobjet à couper étant rendue plus facile par suite de la coloration.

Tige et feuilles. Course de faisceaux. — Les organes aériens qui sont recouverts par une cutine épaisse ou par un enduit cireux sont d’abord passés rapidement à l’alcool absolu et au toluène. Sur les tiges ou feuilles à cuticule épaisse, il est bon de faire quelques incisions peu profondes, permettant la pénétration des réactifs employés ultérieurement.

Après cette première opération, les organes sont reportés dans des alcools de plus en plus étendus d’eau et enfin dans l’eau pure. L’organe bien imprégné d’eau est alors soumis à l’action du chlore, soit sous forme de vapeurs (pour les organes à parois minces), soit sous forme d’eau de Javel, dans laquelle on plonge les objets à étudier et dans laquelle on ajoute quelques gouttes d'acide acétique. L'action du réactif demande à être surveillée attentivement; parfois rapide, elle est quelquefois fort longue et nécessite plusieurs heures, même des journées entières. On arrête l’action au moment où les organes en traitement sont devenus d’un blanc laiteux opaque, on les lave à l’eau en les laissant constamment submergés, puis, pour leur rendre un peu plus de consistance, car ils sont devenus friables et cassants, on traite par une solution de formol à 20 p. 100 pendant une heure à peu près. À ce moment, l'organe, toujours opaque, est porté successivement, après lavage, dans des alcools à

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60°, 80°, 95°, puis dans l’alcool absolu et enfin, dans un mélange en proportion variable, suivant le degré de transparence que l’on veut obtenir, de xylol, toluol et alcool.

Si l’on veut avoir certains tissus vasculaires colorés, il faut agir de la façon suivante. Au moment où l'appareil végétatif est en pleine activité, le plonger par la base dans une solution d’un colorant d’aniline approprié (ainsi que cela à été fait pour certaines fleurs colorées artificiellement), placer les feuilles à une lumière intense et dans un courant d’air, pour favoriser la chlorovaporisation et l'absorption. Le liquide coloré, dans ces conditions, pénètre bien vite, chez les /mpaliens en parüculier, jusque dans les nervures les plus ténues. Il suffit alors de coaguler la matière colorante en place en mettant la feuille détachée ou la tige colorée dans un liquide approprié. J'ai employé fréquemment le formol pur du commerce, puis l’alcool absolu. Ces liquides, en coagulant les contenus albuminoïdes chargés de maüères colorantes, dissolvent bien parfois une certaine quantité du colorant qui fuse un peu sur les côtés, mais la coagulation se fait tellement rapidement, qu'il reste suffisamment en place de colorant absorbé.

Un autre moyen de coloration spéciale pour les tissus ligneux et sclérifiés peut être également employé. Il consiste à décolorer d’abord par le procédé indiqué plus haut, puis à reporter les pièces, au sortir du formol, après lavage à l’eau, dans les réactifs ordinaires de coloration du tissu sclérifié. La fuchsine ammoniacale en particulier donne de très bons résultats pour l'étude des courses de faisceaux, dans certaines tiges. Le liquide de conservation sera toujours ou le formol, ou le mélange de xylol, toluol, alcool, nécessaire pour lobtention de la transparence voulue.

Ces procédés ont le très grand avantage de permettre d'examiner directement, à l'œil nu ou à la loupe et au microscope, les courses de faisceaux, leurs anastomoses, les naissances de racines adventives, etc.

Les feuilles ainsi traitées peuvent être étudiées entières,