CHAPITRE IV

Localisation de l’Anagyrine et de la Cytisine.

L’application des procédés microscopiques à l’étude des alcaloïdes n'a donné des résultats précis que dans ces dernières années. Le botaniste russe Borscow est, croyons-nous, le premier qui l’ait employée, en 1874, pour la localisation de la vératrine, contenue surtout d’après lui dans les membranes des cellules.

En 1879, Essmanoffsky donne quelques indications sur un alcaloïde qu’il prétend exister dans les tiges et rhizomes de Canna.

En 1884, Rosoll conclut do ses travaux sur la localisation de la strychnine dans les graines de Strychnos, que l’alcaloïde est en solution dans les gouttes d’huile de l’endosperme et manque complètement dans les membranes.

Lindt, la même année, donnait la localisation de la brucine et de la strychnine dans les mêmes graines, mais arrivait à des résultats différents de ceux obtenus par Rosoll. Pareille divergence se remarque dans les conclusions de quelques mémoires publiés ultérieurement sur la localisation de quelques autres alcaloïdes.

Ce n’est qu’en 1887 que le travail de MM. Erréra, Maistriau et Clautriau « Premières recherches sur la localisation et la signification des alcaloïdes dans les 'planter » donne des méthodes sûres, précisées encore davantage dans un mémoire de M. Erréra paru deux ans plus tard « Sur la distinction microchimique des alcaloïdes et des matières protéiques. »

Les premiers résultats obtenus .sont alors vérifiés à nouveau et les recherches de MM. Erréra, Maistriau et Clautriau, établissent définitivement la localisation de l’aconitine, de la colchicine, de la conicine, de la delphine, de la nicotine, delà

lupinine. Ajoutons également à ces travaux ceux de MM. Devvèvre sur la localisation de l’atropine, Hermann et Rosoll sur la berbérine et la cytisine, Molisch et Ilanausek sur la caféine, Brœmer sur l’élatérine, Ilusemann et Molisch sur la pipérine et la théobromine. La microcliimie devançant la chimie a de plus lait découvrir à M. Errera l’alcaloïde des narcisses et à M. de Wildemann celui de certaines Orchidées [Dendrobium, Phalaenopsis). On sait d’autre part, aujourd’hui, depuis les recherches de M. Guignard, quels intéressants résultats la microchimie peut également fournir au point de vue de la localisation de certains principes, ferments et glucosides, tout différents des alcaloïdes.

Avant d’indiquer les résultats que nous avons obtenus, nous pensons qu’il n’est pas sans intérêt de résumer aussi brièvement que possible, la marche générale que nous avons suivie.

Sans parler de certaines amines, la diméthylamine par exemple, et de certains glucosides comme la vincétoxine, qui sont précipités par l’iode, les réactifs généraux des alcaloïdes agissant en même temps sur la plupart des matières albuminoïdes, on comprend quelles difficultés devait présenter la localisation des corps de cette nature, qui n’offrent pas de réactions caractéristiques et spéciales. Les matières albuminoïdes étant, en effet, la base du protoplasme, se rencontrent dans tous les tissus actifs : tels que les points végétatifs, le liber, la graine. Comment arriver à les distinguer des alcaloïdes eux-mêmes ? M Erréra a heureusement résolu la question, et c’est sa méthode que nous avons appliquée pendant le cours de nos recherches. Elle repose tout entière sur ce fait que : les sels acides des alcaloïdes sont solubles dans l’alcool, tandis que les matières albuminoïdes y sont presque toutes insolubles.

Les bases elles-mêmes se dissolvent généralement bien dans l’alcool absolu, mais il y a des exceptions : la strychnine est complètement insoluble dans ce véhicule. Comme principales exceptions parmi les substances protéiques, M. Erréra cite les matières du gluten des céréales, distinguées par Ritthausen : gluten-fibrine, gliadine et mucédine. Ces trois corps sont in-

diqués comme plus solubles dans l’alcool que dans l’eau : la mucédine et la gliadine sont solubles dans l’alcool froid à 60- 70° centésimaux, la gluten-fibrine est encore sensiblement soluble dans l’alcool froid à 80-90°. Les deux premières toutefois sont insolubles dans l’alcool absolu et la gluten-fibrine y est à peine soluble. Zander a aussi signalé une substance soluble dans l’esprit de vin. Quant aux peptones, elles sont insolubles dans l’alcool absolu, et précipitées de leurs dissolutions aqueuses quand on y ajoute au moins 3 volumes d’alcool. Cependant, comme l’indique Iloppe-Seyler et comme le confirme M. Erréra lui-même, la précipitation est empêchée par la présence de l’acide cblorbydrique libre.

Nous n’aurons pas lieu de nous inquiéter de ces matières albuminoïdes que nous ne rencontrerons pas dans le cours de nos essais microchimiques.

Les dissolvants recommandés par M. Erréra et dont nous avons fait usage sont les suivants ;

1“ L’alcool absolu.

2° L’alcool acidulé par l’acide tartrique. C’est en réalité le réactif employé pour la recherche des alcaloïdes dans la méthode de Stas. M. Erréra recommande la solution d’acide tartrique au 1 /20 dans l’alcool absolu.

3° L’alcool acidulé par l’acide chlorhydrique :

Alcool absolu . 95 c. c.

Eau distillée . 5 c. c.

Acide chlorhydrique {densité i.12) 0.2 c. c.

Ces notions préliminaires étant indiquées, voyons maintenant le mode opératoire que nous avons suivi.

11 est nécessaire, pour l’examen du précipité alcaloïdique,de s'adresser à des coupes suffisamment épaisses pour contenir au moins une couche de cellules entières. De plus, les éléments du liber présentant souvent des cellules très allongées, et par conséquent sectionnées dans une coupe transversale, on doit, pour observer nettement l’alcaloïde dans cet élément, s’adresser à des coupes longitudinales. Les coupes ainsi obtenues sont déposées sur une lame, soit directement dans le

réactif, soit dans une goutte d’eau dans laquelle on fait arriver ensuite te réactif, et apres avoir recouvert le tout d’une lamelle on observe le précipité obtenu.

Pour s’assurer que ce précipité est bien dû à un alcaloïde, on plonge des coupes analogues dans les différents dissolvants que nous avons indiqués plus haut, et on les y laisse macérer pendant un temps plus ou moins long, selon que l’on a affaire à des tissus minces et perméables ou à des tissus à membranes épaisses.

Après séjour dans ces réactifs, l’alcaloïde s’y sera dissous, tandis que les matières protéiques auront été précipitées dans les cellules elles-mêmes. Si donc le précipité obtenu en premier lieu, n’apparaît plus après ce traitement, c’est qu’il était bien dû à un alcaloïde. Si au contraire les réactions ont encore lieu et avec la même intensité, il faut les attribuer à la présence de matières albuminoïdes. Dans ce dernier cas, il est facile de le vérifier par les réactions propres aux matières albuminoïdes, et en particulier par celles de Millon et Piotrowski.

Comme dissolvant, M. Erréra accorde la préférence à l’alcool tactique. En effet, dit-il, il a l’avantage de tuer immédiatement le protoplasme. Grâce à son acidité, il facilite l’extraction des alcaloïdes qu’il transforme en sels acides ; il neutralise les sels alcalins qui pourraient exister et rendre les matières protéiques un peu solubles dans l’alcool. Il favorise enfin la réaction subséquente des matières protéiques avec l’iode.

Ajoutons pour terminer ces notions générales, qu’il est nécessaire autant que possible, surtout si l’on a affaire à un alcaloïde peu connu, dont les réactions spéciales n’aient pas été indiquées préalablement, d’essayer in vitro les réactions que l’on se propose d’observer sous le microscope.

Anagyris fœtida.

La formation des poisons d’origine végétale peut se ratta-

cher à quatre modes différents. Ou bien la substance toxique existe dans la graine et passe intégralement et immédiatement dans la tigelle et la radicelle qui sont vénéneuses au moment même de leur formation. Les Légumineuses toxiques et en particulier l’Anagyre et les Cytises sont, comme nous le verrons plus loin, les meilleurs exemples que nous puissions citer

Ou bien le principe vénéneux n’existe pas dans la graine et on ne le rencontre pas dans la jeune plante. Comme exemples nous pouvons citer les Nicotiana et Papaver dont les graines sont inoffensives. Le poison ne se forme que plus tard, dans les premiers lorsque leur parenchyme foliaire s’est développé, dans les seconds lors de la formation de la capsule.

11 peut arriver dans un troisième cas que la graine soit vénéneuse sans que la jeune plante qui en dérive le soit. C’est précisément le cas du Lolium temulentiim. La tige et les feuilles ne sont pas dangereuses pour le bétail qui le broute, tandis que le grain est vénéneux pour l’homme et les animaux. Il y a évidemment dans ce cas, en même temps que la transformation de l’albumen pour la nourriture de l’embryon, transformation et destruction du poison.

Enfin les éléments d’un poison peuvent exister dans un végétal, mais dans des cellules différentes, de telle sorte que le poison ne se forme réellement que lorsque ces cellules sont déchirées et mises en contact les unes avec les autres. Tel est le cas de la formation de l’acide cyanhydrique dans les Amygdalées.

Le premier cas nous est donc fourni par l’Anagyre et les Cytises. L’alcaloïde qui, comme nous l’allons voir, existe dans la graine, se retrouve immédiatement dans la jeune plantule, au début de la germination. 11 n’y a pas d’interruption dans la toxicité de la plante. Celle-ci hérite non-seulement de la faculté d’élaborer l’alcaloïde à son tour, mais elle recueille directement tout ce qu’en contenait la graine qui lui a donné naissance. Dans le cas des Nicotiana et Papaver, il y a simplement transmission héréditaire de la faculté créatrice du poison, mais non du poison lui-même.

Les réactifs qui nous ont donné les meilleurs résultats pour caractériser l'anagyrine dans les tissus végétaux sont : l’iodure de potassium iodé, le perchlorure de fer, l’iodure double de bismuth et de potassium, l’iodure double de mercure et de potassium, rac.phosphomolybdique en solution aqueuse ou le phosphomolybdale de soude en solution nitrique, l’acide picrique.

Uiodure de potassium iodé, le plus sensible de tous, produit dans les cellules à alcaloïde un précipité granuleux brunkermès, soluble dans l’hyposulfite de soude.

Le perchlorure de fer : coloration jaune-orangé. h’iodîire de bismuth et potassium: précipité brun-rougeâtre. L’iodure de mercure et potassium : précipité blanc-jaunâtre.

L’acide phosphomolybdique : précipité blanc-jaunâtre. L'acide picrique: précipité jaunâtre.

Ces indications étant données, voyons maintenant quelle est dans la plante la distribution de l’alcaloïde.

Racine. — Si l’on examine une jeune plantule qui n’a encore épanoui que ses deux cotylédons, on peut voir que déjà l’alcaloïde y est très abondant, ün le rencontre dans les poils radicaux, le parenchyme cortical, l’endoderme, le péricycle, le liber et ta moelle. En un mot, tous les éléments en renferment, excepté toutefois les vais.seaux du bois et les fibres qui prennent naissance dans le liber dès la structure primaire.

Quelques jours plus tard, avec l’accroissement de la tige épicotylée, l’alcaloïde semble moins abondant dans le parenchyme cortical, et accumulé dans les cellules voisines du cylindre central {PI. I, fig. 2).

Dans la racine plus âgée, alors que l’anneau de liège est formé, on trouve tout le parenchyme cortical gorgé à la fois d’alcaloïde et d’amidon. Le liber et les rayons médullaires en renferment également, mais ce .sont surtout les 4-5 assises les plus externes qui sont les plus riches en alcaloïde {PL III, fig. 4).

L’iodure de potassium iodé agissant ici sur l’amidon, la réaction alcaloïdique n’est pas toujours très nette. Aussi est-il

préférable d’employer dans ce cas le perchlorure de fer qui présente ici un double avantage : celui de ne pas agir sur l’amidon, et en second lieu celui de montrer que ce sont bien les assises les plus externes qui renferment le plus d’alcaloïde.

Le perchlorure de fer, moins sensible que le réactif de Bouchardat, ne donne en effet de bons résultats qu’en présence d’une assez forte proportion d’alcaloïde. Or, la coloration jaune-orangé ne s’observe nettement ici que dans les assises les plus externes.

Dans la racine de la grosseur du doigt, nous avons obtenu les mêmes résultats.

On voit en résumé que l’alcaloïde, abondant au début dans toutes les parties de la jeune racine,vient s’accumuler plus tard dans les couches les plus externes du parenchyme cortical.

Tige. — La tige de YAnagyris fætida est riche aussi en anagyrine. Nous avons, dans cet organe, de même que dans la racine, suivi pas à pas la marche de l’alcaloïde, en parlant de la germination.

L’alcaloïde est très abondant dans la jeune tige hypocotylée. On le rencontre dans l’épiderme, le parenchyme cortical et la moelle. On l’observe également dans quelques éléments du liber {PL /, fig. I).

Dans la jeune tige épicotylée, la localisation de l’alcaloïde est absolument la même, mais nous avons de plus à noter ici la présence de l’anagyrine dans les poils épidermiques que ne possède pas la tige hypocotylée.

En somme, on voit que dans la jeune pousse, tous les éléments, à part les vaisseaux du bois et le péricycle en voie de sclérification, renferment de l’alcaloïde.

Dans la moelle, l’alcaloïde semble occuper de préférence les cellules voisines du bois.

Si nous observons une tige plus âgée, nous retrouvons l’alcaloïde abondant dans l’épiderme, le parenchyme cortical, le liber et les rayons médullaires. A ce moment, nous n’en trouvons plus trace dans la moelle {PL 111, fig. 3).

Pour l’examen du liber, il est nécessaire de s’adresser à des coupes longitudinales : on peut voir alors que l’alcaloïde est

renfermé à la fois dans les cellules du parenchyme libérien et dans les tubes criblés (PL V, fig'. 4).

Lorsque l’assise subéro-phellodermique apparaît, exfoliant ainsi l’épiderme et une partie du parenchyme cortical primaire, l’alcaloïde vient s’accumuler dans les assises phellodermiques, tout en demeurant encore abondant dans les autres cellules du parenchyme cortical.

Nous retrouvons donc dans la tige ce que nous avons observé déjà pour la racine. Répandu tout d’abord d’une façon presque uniforme dans les différentes parties de la jeune tige, à ce point qu’il n’est guère permis de présumer une localisation spéciale vers une partie quelconque, l’alcaloïde vient, dans la tige âgée, s’accumuler dans les assises les plus externes.

Feuille .— La feuille non plus n’est pas exempte d’alcaloïde, et nous pouvons môme dire qu’elle en renferme relativement une assez forte quantité. C’est , incontestablement dans l’épiderme qu’il est le plus abondant : toutes les cellules épidermiques renferment de l’anagyrinc, excepté cependant les cellules stomatiques où nous n’avons jamais pu l’observer {PL /T, fig. S). Si l’on sépare avec une aiguille l’épiderme inférieur et qu’on le plonge dans l’iodure de potassium iodé, même très étendu, il se produit immédiatement un abondant précipité. A l’examen microscopique on peut constater dans toutes les cellules un abondant précipité brun-kermès, excepté toutefois dans les cellules stomatiques qui ressortent comme autant de points brillants (PL IV, fig. 4).

Autour de la nervure médiane, l’alcaloïde semble exister dans tout le parenchyme. On l’observe également dans les rayons médullaires et le liber de cette nervure médiane.

Pour le mettre en évidence dans le mésophylle, il est bon de s’adresser à de jeunes feuilles. On peut voir alors que toutes les cellules du parenchyme palissadique et du parenchyme lacuneux donnent avec l’iodurc de potassium iodé le précipité caractéristique des alcaloïdes. Toutefois l’examen en est toujours rendu difficile par la présence de la chlorophylle.

Nous avons enfin observé l’alcaloïde dans les poils épider-

miques eux-mêmes, mais seulement quand ils sont tout à fait jeunes.

L’alcaloïde apparaît dans la feuille dès sa formation. Les premières feuilles de la jeune tige épicotylée en renferment déjà dans toutes les parties que nous venons d’indiquer.

Dans les feuilles cotylédonaires, l’alcaloïde conserve la même localisation que dans la graine. 11 est très abondant dans les cellules épidermiques et dans les cellules du parenchyme. La germination n’a donc, sous ce rapport, apporté aucune modification.

En recherchant l’action de l’obscurité sur la jeune plante, nous avons pu constater qu’elle ne modifie en rien la cjuantité d’alcaloïde qu’on y rencontre normalement. Les précipités et les colorations sont aussi intenses que dans la jeune plante qu’on a laissée germer librement à la lumière.

Fleur. — L’alcaloïde est peu abondant dans les pétales. Nous avons pu cependant l’observer dans les cellules de l’épiderme et dans quelques cellules du parenchyme.

Dans le calice, il est surtout abondant dans l’épiderme externe. L’épiderme interne et les cellules du parenchyme n’en renferment que des traces.

Graine. — Nous n’avons malheureusement pu nous procurer les gousses de l’Anagyris fœtida, mais il est très vraisemblable qu’elles contiennent une assez forte proportion d’alcaloïde, qui émigre ensuite dans la graine au moment de sa mâturité. Les expériences de M. Arnoux, que nous avons exposées précédemment, on fournissent d’ailleurs la preuve.

La graine mûre renferme une forte proportion d’anagyrine. Des coupes transversales et longitudinales dans les cotylédons, soumises à l’action des réactifs appropriés présentent dans toutes leurs cellules épidermiques et dans un grand nombre de leurs éléments parenchymateux, des précipités et des colorations intenses {PI. 7, fig. 1 ). Les cellules épidermiques et les cellules externes semblent renfermer une proportion d’alcaloïde plus élevée que les cellules internes.

Dans les cotylédons à peine épanouis les réactions s'observent avec la plus grande netteté.

L’alcaloïde est tout entier localisé dans les cotylédons et la radicule. Le tégument, s’il en renferme, n’en renferme que des traces.

En résumé, nous voyons que, depuis la racine jusqu’à la graine, les différentes parties de la plante que nous venons d’étudier, renferment de l’alcaloïde. De plus, d’après l’intensité des précipités et des colorations que nous avons obtenus, nous croyons être autorisé à dire que l’écorce de la racine et la graine sont les éléments qui sont les plus riches en anagyrinc.

Cytisus.

La localisation de la cytisine a déjà été étudiée par M. Rosoll dans le Cytisus Laburnuni.

En reprenant le même sujet, nous n’avons pas eu l’intention de contrôler les résultats par lui obtenus, mais simplement d’étendre les recherches à d’autres espèces du genre Cytisus, en prenant comme terme de comparaison l’espèce qu’il avait étudiée. L’étude de la jeune plante et celle de la racine pré.scntaient en outre suffisamment d’intérêt pour qu’il nous parût bon d’y insister un peu.

Les réactions que nous avons employées pour la localisation de la cytisine sont les suivantes :

1 “ Uiodure de potassium iodé, môme en solution très étendue donne lieu, dans les cellules à alcaloïde, à un précipité rouge-brun, granuleux, soluble dans l’hyposulfite de soude.

2“ Le perchlorure de fer donne une coloration jaune-orangé dans les cellules où l’alcaloïde est assez abondant. Celte réaction, déjà indiquée pour l’anagyrine, est moins sensible que la précédente.

3° Uiodure de bismuth et potassium donne un précipité rouge orangé.

4® Uiodure de mercure et potassium donne un précipité blanc-jaunâtre.

5° L’acide /)tcng«e produit un précipité jaunâtre. Ce réac-

tif donne, après un bref délais d’après M. Rosoll, des groupes de cristaux écailleux et foliacés {mais non en forme d’aiguilles), de couleur jaune d’or.

6 “ L’acide phos'pkomolybdicjue donne un précipité blancjaunâtre.

7° L’eau de brome, qui donne une coloration orangée, est peu sensible.

Racine. — Nous avons vu dans l’étude de l’Anagyre que l’alcaloïde se rencontre dans la jeune racine, au début même de la germination, et que déjà il y est même très abondant. On observe le même fait dans les Cytises. Des coupes transversales et longitudinales dans les jeunes racines de Cylisus Laburnum, C. capitalus, C. sessilifolius, C. proliferus, etc.... présentent, surtout dans les cellules du parenchyme cortical, des réactions alcaloïdiques très-nettes. Le précipité s’observe également dans les cellules de l’endoderme et du péricycle. L’alcaloïde semble même accumulé de préférence au pourtour du cylindre central. Le liber et la moelle sont ici tellement peu développés qu’il est difficile d’y signaler la présence de l’alcaloïde. Nous avons cependant pu, dans les C. Laburnum, C. sessilifolius, observer avec l’iodure de potassium iodé, le précipité brun-kermés dans quelques cellules de ces deux éléments.

Dans la racine plus âgée, nos recberches ont porté sur quatre espèces : les C. Laburnum, C. alpinus, C. capitalus, G. sessilifolius. Ainsi que le montrent les fig. 3 et 4, PI. II, l’alcaloïde est abondant dans tout le parencbyme cortical et les rayons médullaires. On l’observe également dans le liber. Dans l’écorce, les couches les plus externes, situées au-dessous du liège, nous ont paru être les plus riches en alcaloïde.

Nous avons déjà fait cette observation au sujet de la racine de YAnagyris fœlida. Elle rentre d’ailleurs dans le cas général. Formés dans les tissus actifs, les alcaloïdes sont tz’ansportés vers la périphérie, de manière à s’oxyder plus facilement. On a même voulu voir, dans cette accumulation de l’alcaloïde dans les couches corticales les plus externes, un rôle de protection de la plante contre les atteintes des animaux.

Dans les quatre espèces signalées, la localisation de l’alcaloïde, rendue difficile par la présence de l’amidon qui s’y trouve en abondance, est absolument la même. Toutefois le C,. Laburnum est l’espèce qui a paru être la plus riche en cytisine.

Tige.— Dès le début de la germination, on peut observer l’alcaloïde dans la jeune tige hypocotylée. Dans le C. Laburnum par exemple, il est très abondant dans l’épiderme, abondant également dans le parenchyme cortical et la moëlle. Dans les C. Alschingeri, C. capitatus, C. sessilifolius, la localisation est la même, avec une légère accumulation vers les couches voisines du cylindre central.

La localisation de la cytisine dans la jeune tige épicotylée ne diffère en rien de celle qui vient d’être indiquée. La fig. 3, PL I, représentant la jeune tige épicotylée de C. Alschingeri montre que l’alcaloïde se rencontre à la fois dans l’épiderme, le parenchyme cortical, dans quelques éléments du liber et dans la moëlle. Mais déjà, il a une tendance à gagner la périphérie : l’épiderme et la couche sous-épidermique semblent en effet accuser un précipité plus abondant que les autres cellules du parenchyme cortical.

A un stade plus avancé, alors que l’assise subéro-phellodermique a pris naissance, on n’ohtient plus les réactions de la cytisine dans l’épiderme. A ce moment, l’alcaloïde estsurtout abondant dans les assises phellodermiques et dans tout le parenchyme cortical {PI. II, flg. 1). Quelques cellules de la moëlle, au voisinage du bois, en contiennent également, ainsi que les rayons médullaires. Une coupe longitudinale {PI. V, fig. 3) permet de voir que l’alcaloïde se rencontre dans tous les éléments du liber.

Si l’on observe une tige plus âgée encore, on peut voir que l’alcaloïde a complètement abandonné les parties centrales pour gagner la périphérie. Cette remarque, déjà signalée pour la racine, s’applique donc également à la tige.

Les espèces où l’alcaloïde paraît être le plus abondant sont les C. Laburnum, C. alpinus, C. capitatus, C, sessilifolius (PI. II, fig. 2), C. Weldeni, C. Adami.

Les C. Calycotome, C. Alschingeri, C. hirsutus nous ont donné des réactions moins sensibles.

La richesse en alcaloïde du C. Adami lui est-elle transmise uniquement par le C. iMburmim, ou à la fois par les C. Laburniim et C. purptireus dont il est l’hybride ? C’est une question que nous n’avons pu résoudre, le C. purpureus ayant dépéri pendant le cours de nos observations.

Feuille. — Nos recherches ont porté sur 12 espèces : les C. Laburnum, C. alpinus, C. sessilifolius, C. capitatus^ C. purpureus, C. monspessulanus, C. Adami, C. hirsutus, C. Alschingeri, C. Weldeni, C. Calycotome.

Les C. sessilifolius, capitatus, proliferus, Adami n’ont accusé que de faibles traces de cylisine. Dans les C. hirsutus, Calycotome, monspessulanus, Alschingeri,Vn\c 2 i\ 6 ide y est plus abondant que dans les espèces précédentes, mais le C. purpureus et surtout les C. Weldeni, alpmus et Laburnum sont celles qui nous ont paru les plus riches en alcaloïde.

Les cellules épidermiques et le parenchyme ambiant de la nervure médiane sont toujours les parties qui en renferment le plus. Dans le parenchyme assimilateur, la présence de la chlorophylle rend fort difficile la mise en évidence de l’alcaloïde, car elle masque l’intensité des précipités et des colorations.

Dans le C. Alschingeri, indépendamment de quelques cellules du parenchyme ambiant de la nervure médiane, on ne rencontre l’alcaloïde que dans l’épiderme supérieur où il est assez abondant.

Les C. alpinus (PL IV, fig. 1; et C. Laburnum sont, avonsnous dit, les espèces qui nous ont paru être les plus riches en cytisine. L’iodure de potassium iodé donne avec ces deux espèces un abondant précipité dans les cellules épidermiqueset dans celles qui entourent la nervure médiane. On constate également la présence de l’alcaloïde dans les rayons médullaires et dans la partie libérienne de ce faisceau médian. Les parenchymes palissadique et lacuneux en renferment aussi, mais dans le C. Laburnum, l’alcaloïde semble, dans cette partie du limbe, s’accumuler principalement dans les assises sousépidermiques. 7

Dans le C. Weldeni, la localisation de l’alcaloïde est la même, mais au point de vue anatomique, nous avons à noter chez cette espèce, le développement en formes de papilles, de nombreuses cellules de l’épiderme supérieur, dans des cavités sous-jacentes creusées dans le parenchyme, palissadique. (PI. IV, fig. 2).

Indépendamment de l’épiderme, M. Rosoll dit avoir constaté la présence de la cytisine dans les poils épidermiques. C’est ce que nous n’avons pu observer, même en nous adressant à de jeunes poils, comme nous l’avons fait pour VAnagyris fœlida.

De l’analyse de Partheil, il résulterait que les feuilles du C. Laburnum renferment 0.323 % d’alcaloïde, mais cette quantité est variable avec l’époque de la récolte. C’est au mois de mai, alors que les fleurs s’ouvrent, que les réactions de la cytisine dans la feuille ont été les plus nettes.

Au mois d’octobre, nous ne trouvons plus que des traces d’alcaloïde dans l’épiderme.

M. Cornevin a suivi de près cette migration du poison dans le C. Laburnum, en se servant de feuilles récoltées de mois en mois et en recherchant quelle quantité de leur extrait, toujours préparé de la même façon, est nécessaire pour produire le vomissement chez les carnivores, il est arrivé aux résultats suivants :

Récolte du 20 mai (les fleurs s’ouvrent), il faut 2 gr. de feuilles desséchées pour produire le vomissement.

Récolte du 40 juin (les gousses commencent à se former), il faut 4 gr. de feuilles desséchées pour produire le vomissement.

Récolte du 28 juillet (les gousses sont toutes formées), il faut 12 gr. de feuilles desséchées pour produire le vomissement.

Récolte du 28 septembre (les gousses commencent à se sécher, les graines sont dures), il faut 20 gr. de feuilles desséchées pour produire le vomissement.

( par kilog.

de

poids

vif.

De ces expériences se dégage nettement le déplacement du poison et sa concentration dans la graine. Toutefois il n’abandonne pas complètement la feuille. Cet organe examiné fin octobre, pour ainsi dire au moment de sa chute, nous a encore offert les réactions atténuées de l’alcaloïde.

A toutes les époques de la végétation, la feuille est donc vénéneuse, mais à des degrés bien différents.

Fleur. — D’après Caventou, les fleurs de Cytise fournissent une matière huileuse,odorante, de l’acide gallique, de lagomme, du sulfate de chaux et du chlorure de sodium. {Journal de pharmacie, t. III, p. 309). La présence d’un alcaloïde dans cette plante est donc restée pour cet auteur complètement inaperçue. Nous allons voir cependant que la cytisine se rencontre dans la fleur, et que les diverses espèces que nous avons examinées au moment de la floraison : C. Laburnum, C. sessilifolius, C. purpurevs, C. capitatus, C. hirsutus, C. Weldeni, C. Adami, C. alpinus, nous ont toutes donné, à des degrés divers, il est vrai, la réaction de cet alcaloïde.

Dans la corolle, qu’il s’agisse de l’étendard, des ailes ou de la carène, nous observons constamment la présence de la eytisine dans les cellules épidermiques, aussi bien de l’épiderme interne que de l’épiderme externe.

L’alcaloïde se rencontre également dans le parenchyme. C’est surtout à la base des pétales, là où le parenchyme est le plus développé, qu’il est le plus abondant. De plus, l’alcaloïde a une tendance à s’accumuler ici dans les couches sous-épidermiques et au pourtour des faisceaux.

La fig. 2, PL V, représente une coupe transversale de C. Laburnum, passant par le bas de l’étendard. L’alcaloïde est relativement abondant dans les cellules épidermiques et dans le parenchyme. L’étendard semble en renfermer plus que les ailes et la carène. Le C. Laburnum et le C. capitatus sont les espèces qui nous ont donné les réactions les plus nettes.

Les C. sessilifolius, pwrpureus, Alschingeri, Weldeni, alpinus, n’ont accusé que de faibles traces d’alcaloïde.

Dans le C. Adami l’alcaloïde est plus abondant que dans

-sale C. purpureiis. Il tient en somme le milieu entre les deux espèces dont il dérive.

Dans le calice,la localisation est la même que dans la corolle. Mais tantôt l’alcaloïde se rencontre à la fois dans les deux épidermes et dans le parenchyme, comme dans le C. capitatus, tantôt l’épiderme externe en renferme davantage que l’épiderme interne, comme dans les C. hirstUus, C. Weldeni.

Nous avons, de plus, constaté la présence de l’alcaloïde, dans les cellules épidermiques et le parenchyme du disque formé par la soudure des filets staminaux. Nous l’avons surtout observé dans les C. Laburnum et C. alpinus.

Fruit. — L’étude du fruit nous a permis de constater une fois de plus le déplacement de la matière vénéneuse pendant la période annuelle de végétation.

La jeune gousse de C. Laburnum renferme l’alcaloïde en abondance dans l’épicarpe et dans le mésocarpe. A un âge plus avancé, l’épicarpe en renferme bien encore, mais on n’en trouve plus que très peu dans le mésocarpe. Il vient à ce moment s’accumuler principalement au pourtour des faisceaux libéro-ligneux qui se rendent aux ovules.

Dans le C. sessilifolius nous avons également trouvé l’alcaloïde très abondant dans l’épicarpe. Le mésocarpe semble au contraire n’en contenir que très peu.

Le 2 juillet, on n’observe plus dans le C. alpinus que des traces de cyUsine.

A la môme époque, dans le C. capitatus, l’alcaloïde est encore très abondant dans l’épicarpe et le mésocarpe, mais n’oublions pas que nous avons affaire ici à une espèce tardive qui à ce moment est encore en pleine floraison. Ce sont les premières gousses formées que nous avons examinées. Les mêmes, observées en octobre et surtout en novembre, ne nous ont donné aucune réaction.

Ces observations montrent, de la façon la plus nette, le déplacement de l’alcaloïde et sa concentration dans la graine, où nous allons bientôt le retrouver.

En résumé, l’alcaloïde abondant au début dans les feuilles carpellaires, y disparaît ensuite.

Ges résultats concordent bien avec ceux obtenus par M. Cornevin.

En se servant de fruits de C. Laburnum récoltés de mois en mois, comme il l’avait bût pour les feuilles, et en recherchant quelle quantité de leur extrait, toujours préparé de la même façon, est nécessaire pour amener la mort, M. Cornevin a fait en effet les constatations suivantes :

Récolte du 17 juin (les gousses sont fraîches, les graines qu’elles renferment sont très petites et s’écrasent facilement), il faut 2 grammes de gousses desséchées pour amener la mort.

Récolte du 28 juillet (la graine est complètement formée, dure, la gousse perd sa couleur verte), il faut 7 gr. de gousses desséchées pour amener la mort.

Récolte du 10 octobre (la gousse est sèche, noire et s’entrouvre spontanément), impossibilité d’obtenir la mort même en se servant de doses énormes; on ne produit que quelques contractions musculaires d’abord, puis un peu de somnolence sur les sujets d’expérience. ..

Il va sans dire que, dans ces expériences,les gousses avaient été préalablement soigneusement débarrassées des graines qu’elles renfermaient.

Graine. — Avant d’aborder l’étude de la graine mûre, voyons d’abord comment se comporte l’alcaloïde dans l’ovule.

Des coupes longitudinales pratiquées dans l’ovule du C. Laburnum et passant par le micropyle, nous ont permis de constater que l’alcaloïde existe à la fois dans les téguments, l’albumen et l’embryon, mais c’est surtout dans l’albumen que les réactions sont les plus marquées. L’alcaloïde semble y être rassemblé de préférence à la partie périphérique, principalement près du suspenseur, et être absorbé au fur et à mesure par l’embryon.

Avec le développement de l’ovule, la cytisine abandonne complètement les téguments et l’albumen d’ailleurs résorbé presque entièrement, pour se concentrer dans les cotylédons.

par

kilog

de

poids

vif.

Nous avons observé les mêmes faits dans les C. sessüifolius et C. alpinus.

Avec cette concentration constante de l’alcaloïde vers la graine, on s’explique facilement que cet organe soit de tous, celui qui renferme la plus grande quantité de cytisinc. C’est dans la graine en effet, que vient s’accumuler la plus grande partie du poison, répandue dans toute la plante pendant la végétation.

D’après l’examen que nous avons fait des graines mûres de C. Lahurnum, C. sessilifolüis, C. capitatus, C.Alschingeri, il résulte que l’alcaloïde est localisé dans les cellules épidermiques et le parenchyme des cotylédons, mais, d’après l’intensité des colorations et des précipités, on peut dire que la plus grande quantité d’alcaloïde se trouve dans l’épiderme et les couches les plus externes (PL VI, fig. 2). Vers le milieu, la teneur en alcaloïde est toujours moindre.

L’alcaloïde existe également dans la radicule.

Les cotylédons renferment une huile grasse tenant en suspension un peu de cytisine. Après s’être débarrassé de cette huile au moyen de l’éther de pétrole dans lequel la cytisine est insoluble, M. Rosoll dit avoir constaté une réaction de la cytisine dans la membrane cellulaire. De plus, le résidu obtenu par évaporation de la solution éthérée dans laquelle on a trempé les coupes, donne aussi la réaction de la cytisine, ce qui montre bien que l’alcaloïde a été enlevé avec l’huile grasse par l’éther de pétrole.

Nous n’avons retrouvé dans le tégument aucune trace d’alcaloïde.

Or, cette absence de l’alcaloïde dans le tégument, et sa concentration dans les cotylédons, ne va-t-elle pas à l’encontre de l’opinion générale qui tend à faire envisager les alcaloïdes comme des déchets de l’activité protoplasmique? Pourquoi l’alcaloïde viendrait-il s’accumuler dans l’embryon pour repasser ensuite dans la jeune plante, s’il n’a aucun rôle à jouer, et s’il ne doit être utilisé dans la suite sous une forme ou sous une autre? L’oxalate de chaux qui, lui, est bien un résidu de l’activité du protoplasme, ne se retrouve-t-il pas dans le sper-

modenne des Résédacées? M. Guignard a montré en effet que dans la graine du Réséda alba, lorsque l’albumen s’organise à l’état de tissu cellulaire, l’amidon fait place dans chacune des cellules de la seconde assise du tégument externe à un gros cristal d’oxalate de chaux. Sans même sortir de la famille des Légumineuses, nous trouvons également dans le spermoderme du Haricot, sous la couche externe résistante, une couche de cellules renfermant de l’oxalate de chaux.

Si les alcaloïdes ne pouvaient servir d’aliment azoté, pourquoi tous les végétaux ne s’en déharrasseraient-ils pas au moment de la germination? Puisqu’ils ne le font pas, ne doit-on pas plutôt admettre que ces alcaloïdes ont bien un rôle à remplir ?

Mais ce rôle physiologique des alcaloïdes n’est guère mieux connu que celui du latex. 11 semble du moins, pour ce dernier, qu’il n’est pas constamment, comme le pensent certains auteurs, un produit pur et simple d’élimination ; la présence de substances albuminoïdes dans certains latex, celte de ferments spéciaux, tels que la papaïne, donnent à penser que, si nous ignorons encore le rôle de ces substances dans le cours de la végétation, elles ne sont vraisemblablement pas inutiles à la plante. En ce qui concerne l’amidon qu’on observe dans les laticifères des Euphorbes, on sait par les expériences de M. Treub qu’il disparaît dans les organes soustraits à l’action de la lumière, comme dans les feuilles à l’obscurité. Pourquoi les substances albuminoïdes ne trouveraient-elles pas de même leur emploi?

D’autre part, la différence de constitution dos alcaloïdes, comparés les uns aux autres, peut laisser supposer que, si les uns sont des produits de déchet de l’organisme végétal, les autres pourraient bien être utilisés par la plante dans certaines conditions et à certaines phases du développement. Les observations de M. Heckel sur la caféine viennent à l’appui de cette dernière hypothèse.

Les semences de Sterculia acuniinata, mises à germer en serre chaude, donnent des pieds bien développés sur lesquels les cotylédons, après avoir verdi et triplé de volume, se con-

servent intacts et attenants à la jeune tige jusqu’à la fin de la troisième année. En analysant d’abord les graines, puis ces cotylédons à des époques différentes, M. Heckel a obtenu les résultats suivants :

Les graines fraîches contiennent 2 gr. 37 pour 100 de caféine;

Après 1 an de germination 1 gr. 072 ;

Après 2 ans.0 gr. 70 ;

Après 3 ans.0 gr. 21.

En même temps que la caféine disparaît, il se forme de la chlorophylle et de l’azotate de potasse.

De même, tous les alcaloïdes contenus dans l’endosperme des graines de Strychnos nux-vomica et Datura Stramonium ont disparu après avoir été transformés en substances plus assimilables, et cela, sous l’influence de l’embryon, car, privées au préalable de leur germe, les mêmes graines, enfouies dans la terre humide, conservent longtemps leurs alcaloïdes sans transformation.

Il demeure donc démontré par ces faits que les alcaloïdes peuvent, dans certains cas, être considérés comme de véritables réserves nutritives azotées destinées au jeune végétal.

Les expériences de M. 0. Réveil (De l'action des poisons sur les plantes, Lyon, 1865) prouvent d’autre part que, pour être assimilés, ces composés ont besoin d’être transformés dans leur constitution chimique, car, en arrosant les végétaux avec les solutions salines de leurs propres alcaloïdes, on n’arrive qu’à les faire mourir.

Nous avons déjà vu précédemment que, d’après les analyses de Partheil, les graines de C. Laburnum renferment 1.5 O/q de cytisine, et si de Buchka et Magalhaës ont trouvé 3 O/q on ne peut l’expliquer qu’en supposant que la teneur en alcaloïde des graines de Cytise varie entre des limites très étendues .

En résumé, on peut dire que la cytisine est répandue dans de nombreuses espèces du genre Cytisus, et même des genres voisins : Laburnum, Calycotome, Argyrolobium. De plus, on l’observe dans toutes les parties de la plante, mais elle y est

répartie d’une façon très inégale.Comme pour VAnagyris, nous croyons pouvoir dire que c’est dans l’écorce de la racine et dans la graine que se rencontre la plus forte proportion d’alcaloïde.

Ajoutons que nos résultats sur la localisation de la Cytisine dans le Cylisus Laburnum concordent avec ceux obtenus par M. Rosoll.

Baptisia et Thermopsis.

En étudiant le genre Anagyris, il nous est venu à l'idée de jeter un coup d’œil rapide sur deux genres voisins de cette même tribu des Podalyriées, \esBaptisia et Thermopsis, curieux de savoir si les réactions que nous avions obtenues ne s’appliquaient qu’au genre Anagyris.

Nos recherches ont porté, d’une part, sur le Baptisia anstralis, d’autre part sur les Thermopsis lanceolata et T. fabacea.

Dans ces différentes espèces, l’iodure de potassium iodé, le perchlorure de fer, et les divers réactifs généraux des alcaloïdes ont donné lieu à des précipités et des colorations que nous n’avons plus obtenus après traitement des coupes par l’alcool tartrique, l’alcool chlorhydrique et l’alcool absolu. Les réactions que nous avons observées doivent donc bien être attribuées à la présence d’un alcaloïde et non à celle d’une matière protéique.

Dans la tige du Baptisia anstralis (PI. III, fig. I), l’alcaloïde est abondant dans l’épiderme, le parenchyme cortical, le liber et les rayons médullaires.

Dans la feuille, on l’observe également dans l’épiderme, mais il y est peu abondant.

Le fruit et l’ovule nous ont offert de même une réaction assez sensible.

Il y a tout lieu de croire que nous avons affaire ici à la baptitoxine, d’ailleurs extraite par Van Schœder du Baptisia tinctoria.

Dans tes Thermopsis lanceolata (PL 111, fig. 2) et T. fabacea,

l’alcaloïde est également très abondant dans l’épiderme, le parenchyme cortical et le liber de la tige.

Dans la feuille, il est de même très abondant dans l’épiderme et le parenchyme ambiant de la nervure médiane. Nous l’avons observé de plus dans le parenchyme du limbe.

Jusqu’à présent, nous n’avons pas connaissance qu’un alcaloïde ait été observé dans ce dernier genre, et si nous avons ajouté ces quelques indications, c’est pour montrer qu’il peut être intéressant dans la suite d’étendre nos recherches à d’autres genres de la tribu des Podalyriées, dans l’espoir d’y déceler la présence d’alcaloïdes encore inconnus.