CHAPITRE I

DK LA CELLULE

Considérée en général. — Nous nous heurtons dès le début à une grosse difficulté, la logique étant ici en lutte avec la méthode, car l’étude de la cellule, élément de tous les corps organisés, est sans contredit la partie la moins facile de l’histologie entière si l’on tient à entrer dans certains détails. Nous laisserons de côté ces points délicats qu’un commençant ne peut songer à aborder sous peine d’arriver promptement au découragement, ses efforts ne pouvant être couronnés de succès. Nous placerons du reste ces manipulations dans une autre partie du livre.

Nous observerons dans la cellule : 1° ses parties essentielles : le protoplasma, qui est l’élément fondamental, le noyau, le suc cellulaire, la paroi : éléments presque aussi importants que le premier, faisant rarement défaut chez les végétaux ; 2° ce que l’on réunit généralement sous le nom de contenu de la cellule^ mélange d’un grand nombre de substances de nature très diverse, mais dérivant toutes de l’activité de la cellule.

Si Ton veut se faire une idée de la cellule ainsi envisagée, on recueillera une petite portion d’écorce teintée en vert par ce végétal minuscule et monocellulaire, le viridis, et on en grattera la surface avec l’aiguille à

catarc'icte. Dissociant sur le porte-objet, dans une goutte d’eau, la matière verte enlevée, on l’observera avec un grossissement de 300 diamètres. On trouvera cà et là un corps sphérique vert limité par une ligne blanche, c’est l’élément que nous cherchons : la cellule, dont la partie externe 'pa est la paroi ; la portion verte co comprend le protoplasma et toutes les autres parties de la cellule dissimulées par la chlorophylle (pl. II, fig. k-d). A côté de ce premier élément se rencontrent des agglomérations de deux (Z>), quatre cellules (c), provenant manifestement de la division d’une cellule primitivement sphérique. En d les quatre cellules filles tendent à s’isoler pour prendre la configuration observée en a dans la cellule type.

Protoplasma et noyau. — Nous observerons dans le protoplasma : 1° les matières qui entrent dans sa constitution : partie hyaline ou hyaloplasma qui semble constituer la masse fondamentale, les microsomes granules répandus dans la substance hyaline, le si'x protoplasmique ou ehyléma; 2” quelques-unes de ses propriétés : la circulation intra-cellulaire qui permet la répartition égale des matières nutritives dans le corps cellulaire, le déplacement par les mouvements amiboïdes ou ciliaires.

Les parties figurées du protoplasma étant incolores ou à peine teintées de gris échapperaient le plus souvent à l’observation si l’on n’avait soin de les mettre en évidence par les colorants que l’on peut diviser en deux classes : U ceux qui colorent le protoplasma sans en arrêter la vie : telles sont les solutions aqueuses fort diluées, au millième au moins, de cyanine, éosine, fuchsine, brun d’aniline, matières qui rendront de grands services dans les études physiologiques; 2" ceux qui n’agissent qu’après la mort de la cellule, provoquant même parfois cette mort avant d’agir, et ne peuvent pénétrer dans l’intérieur qu’après le fendillement de celte couche externe protectrice (d’hyaloplasma?) nommée membrane cutanée par Hanstein. Dans cette seconde catégorie se rangent la solution iodée iodurée de potassium, réactif par excellence des matières protéiques qu’il teint en brun jaunâtre, le carminate d’ammoniaque, la teinture acidifiée de cochenille obtenue par macération de 1 p. de substance dans 5 d’alcool à 60° et additionnant la liqueur filtrée de 2 0/0 d’acide acétique, qui communique au protoplasma une couleur violacée. Toutes les couleurs d’aniline se fixent sur le protoplasma; elles devront être employées en solutions fort étendues afin d’éviter les teintes épaisses qui ne laissent pas passer la lumière (si cet accident se produisait, on pourrait enlever l’excès de matière par un dissolvant approprié : l’eau, l’alcool plus ou moins étendu). L’hématoxyline colore le protoplasma en violet. Le réactif de Millon récent (nitrate impur de mercure*) le colore en rose.

i. Prenez d’une part, tO grammes de mercure et dissolvez-les à une basse température

TEGHNIOUE SPÉCIALE

Nous passerions volontiers sons silence les colorations que Ton obtient an moyen des acides et des alcalis minéraux énergiques, dont nous ne recommandons pas l’emploi, si nous ne croyions prémunir l’observateur contre certaines surprises qui se produiront infailliblement lors de l’emploi de ces corps dans un autre but; ces réactions doivent être abandonnées au chimiste pour la recherche des matières albuminoïdes. L’acide chlorhydrique bouillant colore le protoplasma en rose ou violet pâle. Les alcalis caustiques: potasses, soude, ammoniaque, teintent le protoplasma en jaune après Faction de l’acide azotique; en violet foncé après action du sulfate de cuivre en solution saturée, puis lavage à l’eau. Le protoplasma traité par l’acide sulfurique, lavé à l’eau, puis traité sous la lamelle par un courant d’eau sucrée concentrée, prend selon la durée de l’opération une coloration plus ou moins foncée, comprise entre le rose et le violet.

Le protoplasma libre et sans noyau ne s’observe pas dans le règne végétal. Il y est toujours accompagné soit d’une paroi comme dans les Saccharomyces (la levure de bière, par exemple) chez lesquels on admet aussi la présence du noyau diffus dans le protoplasma, soit d’un noyau nettement caractérisé. Les Cryptogames (myxomycètes, zoospores, etc.) nous fournissent des exemples relativement nombreux de ce second cas, cependant, les échantillons convenables étant difficiles à se procurer, je conseillerai aux commençants de ne point chercher chez les plantes les sujets de manipulations qui doivent montrer le protoplasma à cet état, mais, chez les animaux, de s’adresser aux amibes, aux infusoires qui habitent en grand nombre les eaux douces courantes et stagnantes de nos contrées. Nous donnons le moyen de recueillir et d’étudier ces êtres dans la partie de ce livre qui traite des tissus animaux.

Noyau. — L’étude du protoplasma est donc inséparable au début de celle du noyau. Avant d’indiquer les sujets d’étude, voyons quelle est la composition de celui-ci et quels moyens l’on peut employer pour en faciliter l’observation. La masse du noyau est constituée par un filament pelotonné dont les différentes parties sont tantôt simplement juxtaposées, tantôt anastomosées pour former une trame ou un réseau. Le filament comprend lui-même une substance fondamentale hyaline : hyaloplasma nucléaire., dans lequel plongent des microsomes formés par une matière avide des substances colorantes, d’où le nom de chromatine qu’on lui donne . Le filament baigne dans un liquide aqueux, le suc nucléaire, Qi retient dans ses replis un ou plusieurs nucléoles, petites masses de substance se rapprochant beaucoup de la chromatine, pouvant présenter, eux-mêmes, des inclu-

dans 25 grammes d’acide nitrique de densité = 1,185; d’autre part, dissolvez une même quantité de mercure dans 22 grammes d’acide nitrique de densité =: 1,250. Mêlez les deux solutions-

sions fortement réfringentes : les micléolules. A la limite du noyau se trouve une couche membraneuse qui pourrait bien ne pas lui être propre et être formée tout simplement par du protoplasma hyalin.

Le noyau fixe les matières colorantes sur ses microsomes avec plus de force que ne le fait le protoplasma; aussi paraît-il toujours plus foncé que celui-ci après l’opération. L’effet est surtout marqué avec l’iode, le carminate d’ammoniaque, l’hématoxyline, le violet de Paris, le bleu d’aniline, le vert de méthyle. Le noyau devient beaucoup plus net si on immerge pendant quelques instants la préparation traitée par les couleurs d’aniline dans une solution d’acide acétique à 1 0/0. Le violet d’aniline colore le protoplasma en violet, le noyau en rouge. L’acide osmique le colore en noir. On a recommandé le carmin boraté (carmin 1, borax 4, eau 56, alcool quantité suffisante pour tripler le volume de la solution aqueuse). Slrasburger, cité par M. Ducbartre, conseille d’immerger la pièce dans laquelle on veut rechercher les noyaux 1° pendant plusieurs jours dans l’alcool absolu qui les fixe ; 2° pendant 24 heures dans un mélange à partie égale d’alcool et de glycérine; on fabrique alors les coupes et on les plonge pendant 12 à 24 heures dans la solution de safranine; on les transporte ensuite dans l’alcool absolu où on les agite jusqu’à ce qu’il n’en sorte plus de nuage coloré ; on les plonge alors dans de l’essence de girofle, et, dès qu’elles en sont imprégnées, on les monte dans la résine dammar. Si l’opération a été bien faite, il n’y a de coloré dans la préparation que la substance nucléaire; si l’on a été trop loin dans la décoloration, les nucléoles sont seuls teintés, dans le cas contraire le protoplasma est rouge aussi. Les manipulations que nous allons décrire nous permettront d’observer, avec les faits précédemment énoncés, le suc cellulaire qui apparaît de bonne heure dans les jeunes cellules sous forme de petites poches sphériques [vacuoles) qui, en se multipliant et se fondant, ne tardent pas à former au centre de la cellule un vaste réservoir, tandis que le protoplasma repoussé, avec le noyau, vers la périphérie, tapisse simplement la paroi formant Xutricule primordiale.

Si l’on saisit une portion de tunique d’un oignon vulgaire et que l’on tente de la redresser, on verra se détacher de sa face interne une fine membrane blanchâtre qui n’est autre chose que Tépiderme. Si l’on porte sur une lame une petite portion de cette membrane dans une goutte de solution iodée et qu’on l’y étale de façon à ce que sa face primitivement libre soit tournée vers le haut, on lui trouvera la structure représentée dans la figure 5, pl. IL De fines lignes, parois des cellules, limitent des polyèdres contenant 1° des traînées de granulations jaunâtres formées par les microsomes du protoplasma jt?, 2° un corps elliptique n brunâtre : le nucléus ou noyau dans lequel se voit de la façon la plus nette le nucléole m.

Le protoplasma est ici à l’état d’utricule primordiale. Pour le démontrer

TECHNIQUE SPÉCIALE

et meLlre le suc cellulaire en évidence, on recommencera l’opération précédente mais, après plusieurs heures pendant lesquelles la membrane aura été immergée soit dans l’alcool étendu, soit dans la glycérine. Sous l’influence de ces corps, le protoplasma, se contractant, abandonnera la paroi et se portera vers le centre de la cellule, laissant un espace qui sera envahi par le sac cellulaire. Ce fait a été représenté dans la figure 9, pl. 2, qui reproduit une des cellules cylindriques de Conferva glomerota après une immersion prolongée dans la glycérine. Le suc cellulaire y est désigné par sc, la paroi par c, le protoplasma par p.

On pourra remplacer dans les préparations précédentes Tépiderme de l’oignon par celui des feuilles des Commelynées : Tradescantia, etc., dont on enlèvera un lambeau en enfonçant dans la feuille une aiguille droite bien pointue, parallèlement à la surface et aussi peu profondément que possible, et lui communiquant un petit mouvement de droite à gauche dans un plan parallèle. Pendant l’opération, la feuille sera tendue sur l’extrémité de l’index gauche par les deux doigts voisins. Lorsque la manipulation a réussi, le lambeau détaché est incolore et ne présente en épaisseur qu’une rangée de cellules.

Pour observer la couche membraneuse, limite externe et hyaline du protoplasma, on montera dans l’eau quelques-uns de ces filaments verls [V aucheria terrestris) qui tapissent d’un véritable feutre les pots négligés des serres chaudes et humides. Ayant brisé quelques-uns de ces filaments, on verra s’en échapper des masses protoplasmiques teintées de vert ; cellesci, d’abord diffluentes, tendront à se concentrer sous forme de sphérules qui laisseront voir assez distinctement à la limite une pellicule incolore d’hyaloplasma formant la membrane cutanée (pl. XXXII, fi g. 27 pr).

Recueillant des fleurs de Tradescantia virginica un peu avant leur éclosion, on en arrachera une étamine avec les poils violets qu’elle porte à la base et l’on placera le tout dans une goutte d’eau; prenant alors chaque poil en particulier et en étudiant successivement tous les éléments, on observera vers la base des cellules assez vastes rappelant presque en tous points celles que nous avons décrites chez l’oignon ; les plus petites, situées au sommet, sembleront remplies par le protoplasma, sauf dans quelques points clairs v (lig. G, pl. II); ce sont là les vacuoles. Le noyau, coloré en rose, observé avec un grossissement de 300 diamètres, semblera simplement granuleux. Son étude est rendue difficile par la présence du suc coloré qui, étant uniformément répandu dans la cellule, est plus nuisible qu’utile. Mais si l’on vient à enlever la matière colorante, tout en fixant le noyau, au moyen de l’alcool absolu, et qu’on le colore ensuite par la safranine comme nous l’avons dit plus haut, on pourra (fig. 6,pl. II), distinguer avec un grossissement de 600 diamètres le filament dont les replis formaient le

tissu granulé dont nous avons parlé. La membrane ne se voit que difficilement.

Cette observation du noyau est très délicate, nous ne la pousserons pas plus loin ici; nous ajouterons seulement que l’acide acétique, en gonflant le protoplasma, rend le noyau plus visible.

Mouvements du 'protoplasma. — La masse totale du protoplasma se déplace soit à la façon des amibes, soit par battements de cils. Ces deux mouvements, qui s’observent facilement sur les animaux unicellulaircs amibes et infusoires, où nous conseillons du reste de les étudier, sont moins faciles à constater chez les végétaux unicellulaires nus ou sur des parties de végétaux libres et nues, en raison de la difficulté que l’on rencontre à se procurer Içs échantillons. Si l’occasion s’en présentait, on monterait les myxamibes dans l’eau, les zoospores dans l’eau douce ou salée selon le végétal producteur.

On peut facilement, par contre, observer le mouvement amiboïde dans la cellule protégée par la paroi. Il suffira, pour cela, d’enlever à l’aiguille avec la partie d’épiderme qui les supporte de jeunes poils à' Althæ a rosea que l’on montera dans l’eau. Le protoplasma n’étant pas tout à fait à l’état d’utricule primordiale présente encore quelques filaments qui traversent la grande vacuole centrale. C’est sur ces filaments qu’il faut porter toute l’attention (300 d.); les fixant pendant plusieurs minutes consécutives, on les voit assez souvent s’amincir, se briser, puis, les fragments se contractant, rentrer dans la masse pariétale du protoplasma. En même temps et îi côté peuvent s’observer des phénomènes inverses : de la masse pariétale du protoplasma s’avance dans le suc cellulaire un prolongement, véritable bras d’amibe, qui, progressant peu à peu, finit par le traverser et va se souder à la partie diamétralement opposée à celle d’où il est parti. Ces faits amènent forcément la déformation de la lame pariétale et la migration du protoplasma. Fixant spécialement pendant quelques minutes le noyaiR on ne peut conserver de doute sur sa mobilité.

On peut remplacer les poils d’Altliæa par ceux des Cucurbitacées ou des Borraginées, mais la condition essentielle pour réussir est de ne s'adresser qu’à des organes très jeunes.

Circidation cellulaire. — Si l’on apporte dans l’observation précédente une attention encore plus grande et une amplification de 500 diamètres, on s'apercevra bien vite que des microsomes plongés dans le chylema sont entraînés par celui-ci coulant rapidement comme une rivière à bras multiples entre les digues d’hyaloplasma qui limite, avons-nous dit, en tous points le protoplasma. C’est là la circulation celhdaire qu’il faut bien distinguer du mouvement amiboïde.

Le fait s’observe facilement sur les poils jeunes iV Althæa rosea^ sur ceux

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(les Cucurbitacécs, des Borraginécs et surtout sur les poils staniinaux du Tradescantia Virginica,

Le noyau et les corps chlorophylliens sont parfois entraînés avec les microsomes par le chylema. La circulation est alors très facile à observer. h'Elodca Canadensis nous en fournit un bon exemple, car il suffît de monter dans l’eau une feuille détachée de ce végétal et de l’observer avec un grossissement de 250 diamètres pour voir les granules chlorophylliens tourner régulièrement dans l’utricule primordiale, descendant le long d’un des côtés de la paroi, remontant de Uautre, dans le sens indiqué parla flèche dans la figure 7 de la planche IL Les longues cellules qui recouvrent la nervure médiane se prêtent mieux que les autres à cette observation. L’eau dans laquelle on fera l’examen aura au moins 15° : le froid paralysant la cellule. On tiendra le végétal au chaud quelque temps avant de faire la prise.

Fonyies de la cellule. — Le seul cas on la cellule n’a pas de forme déterminée, c’est quand, nue, elle progresse du mouvement amihoïde; le nom de Protées que l’on donne aux Amibes rappelle le fait d’une façon éclatante.

Dans tous les autres cas, qu’elle soit nue ou protégée, mobile ou immobile, elle possède une forme déterminée au moins pendant le temps de l’observation, à moins que l’on ne tombe sur un cas spécial : la germination du pollen ou de la spore, par exemple. Lorsque la cellule est nue, la forme est donnée par la couche cutanée; lorsqu’elle est protégée par une paroi, c’est la forme de cette paroi que l’on donne pour celle de la cellule et il n’y a pas d’inconvénient à cela puisque le protoplasma, corps cellulaire par excellence, est intimement appliqué contre la paroi, qu’il soit ou non à l’état d’utricule primordiale.

Bien que les formes soient assez variées pour que l’on Irouve tous les intermédiaires entre les types extrêmes, il nous semble possible de les réunir en quatre groupes distincts : 1*^ les cellules isodiamétriques ^ 2° les cellules ayant deux dimensions prédominantes; 3° et 4° les cellules ayant une dimension prédominante et dans lesquelles nous ferons deux catégories : les cellules cylindriques et les Nous avons observé,

chez Protococcus viridis, le type du premier groupe : la cellule sphérique. Voyons maintenant quels en sont les autres représentants. Signalons en premier lieu les cellules presque arrondies, très légèrement polygonales ou elliptiques que l’on rencontre dans la pulpe des fruits charnus mûrs, les parenchymes incolores des végétaux gras, le parenchyme cortical de beaucoup de tiges et de racines. On les observera chez la pomme en enlevant par le grattage avec l’aiguille à cataracte une petite quantité du mésocarpe que l’on dissociera dans l’eau sur le porle-objet, en ayant soin d’em-

ployer une (juantilé de liquide suffisante pour que les éléments puissent y flotter librement et recouvrer leur forme naturelle altérée par le procédé opéraloire. Le couvre-objet ne sera déposé qu’après quelques minutes. La coupe un peu épaisse du mésocarpe faite dans un sens quelconque donne aussi de bons résultats (/>, pl. XXIX, fig. 2). Les mêmes cellules prises sur une coupe tranversale, épaisse et montée dans de l’eau, de feuille de Scdnm album sont représentées dans la figure 8 de la planche IL

Les coupes transversales de la moelle des érables ^ (fig. 10, pl. II), de X Acacia lophanta nous montrent des cellules courtes régulièrement polygonales. Celles de la moelle de sureau (fig. 1-2-3, pl. II) sont moins régulières.

Dans le tissu caverneux des feuilles que l’on préparera en pratiquant des coupes transversales de ces organes dans la pince de moelle de sureau on trouvera des cellules plus irrégulières encore (pl. XXV, fig. 2, laurier-cerise). Les cas extrêmes nous seront fournis : 1° par les cellules irrégulières rameuses que l’on rencontre encore dans le tissu caverneux, mais qui sont particulièrement belles dans la fronde de la scolopendre (fig. 11, pl. II); le mouvement de la vis micrométrique apprendra que la cellule n’envoie pas seulement de prolongements dans un p'an unique, comme le montre le dessin, mais dans toutes les directions de l’espace; 2° par les cellules étoilées^ qui doivent ce nom à la disposition régulière de leurs prolongements, et qui peuvent être mises facilement en évidence par la coupe transversale de la moelle des Jucus (fig. 12, pl. II), Butomus umbellatus, Calla palustris^ du pétiole des Canna.

Il faudra monter ces dernières préparations dans la glycérine et chasser l’air, qui couvre véritablement les tissus, avant de faire l’observation.

Ces cellules courtes jouent le plus souvent chez les végétaux supérieurs un rôle important dans la nutrition.

Les cellules de la deuxième forme sont dites tabulaires; elles forment chez les végétaux supérieurs la partie fondamentale de l’appareil protecteur. Nous en chercherons des exemples dans les épidermes dont on enlèvera un lambeau à l’aiguille et l’on s’adressera plutôt aux épidermes de l’iris ou de l’oignon (fig. 5, pl. II). Après avoir observé le milieu de la préparation afin de voir les deux larges dimensions de la cellule, on recherchera sur les hords une paroi, commune à deux cellules, qui soit couchée. On pourra faire sur l’iris une coupe longitudinale de la feuille perpendiculaire au limhe, mais on ne pourra se rendre compte ainsi que de la disproportion entre les deux dimensions longueur et hauteur.

En montant dans leur élément habituel quelques filaments de conferve

1. La cellule épaissie et ponctuée représente un élément sécréteur souvent coloré en brun jaunâtre.

Go

TECHNIQUE SPÉCIALE

ou (le Spirogyra, végétaux (|u’on rencontre en grand nombre dans toutes les eaux tran({uilles où ils forment des masses vertes semblables à des touffes de cheveux, on se fera une bonne idée des cellules cylindriques (fig. 9, pl. I). ,

Chez les végétaux vasculaires ces cellules cylindriques servent au transport des sèves ; nous aurons occasion d’en décrire un certain nombre sous le nom de vaisseaux.

Les fibres, qui sont bien souvent des éléments fort allongés, sont caractérisées par leurs terminaisons en pointe dues à l’atténuation progressive du diamètre de la cellule (fig. 13, pl. II). Placées en contact, elles s’engrènent et constituent, lorsqu’elles prennent de la résistance, lapartie fondamentale du squelette des végétaux. Pour les observer, ayant immergé dans l’eau, pendant une journée, des fragments de quinquina Maracaïbo (écorce duC?/ichona cordifolia) afin de les ramollir un peu en les pénétrant du liquide, on en fera des coupes longitudinales et l’on observera çà et là en grand nombre des éléments semblables à ceux de la figure 13, planche II. On réussit parfois, mais moins sûrement, en grattant la face interne de l’écorce avec un canif et examinant la poudre ainsi obtenue. Des coupes longitudinales pratiquées dans le rhizome du Pteris aqiiilina y montreront (4^', pl. XVII) des fibres colorées en brun différant sensiblement d’aspect avec les précédentes par le peu d’épaisseur de la paroi et aussi par l’atténuation brusque des extrémités. On se gravera dans la tête ces deux formes de fibres qui se rencontrent très fréquemment.

La forme de la cellule ne devient stable que lorsque celle-ci a pris tout l’accroissement dont elle est susceptible. On peut se rendre compte de ses transformations successives par des coupes longitudinales de très jeunes tiges, passant par le point végétatif situé lui-même au centre du bourgeon. On assistera, en partant du sommet et descendant le long de la tige, à la différenciation progressive des éléments tous semblables, ou à peu près, dans le point végétatif. Lorsque le développement sera uniforme, la forme primitive ne sera pas altérée ; il en sera tout autrement dans le cas contraire : ainsi la fibre peut provenir d’une cellule cubique.

La pression réciproque des cellules influe d’une façon considérable sur leur forme définitive ; le gaz contenu dans les méats joue aussi un rôle actif, il peut repousser la paroi dans la cavité comme le montrent des coupes transversales, montées dans la glycérine acétique, de feuille de Piniis marithna ou encore à^Elymus arenariiis (Graminées) où la paroi p des cellules chlorophylliennes (fig. 14, pl. II) s’enfonce sous forme de lamelle au milieu du protoplasma en face de chacun des petits méats m qui se produisent ici exceptionnellement sur les faces des cellules et non sur les angles.

De la paroi. — La paroi delà cellule, très mince àl’origine, s’épaissit toujours, mais le travail s’arrête à des moments très variables selon les cas. Lorsque l’épaississement prend une certaine importance, très petite même, il devient inégal et la paroi présente à coté de points résistants d’autres très faibles par lesquels les corps protoplasmiques restent en communication facile, directe même, selon certains auteurs, par la perforation de la membrane en ces points. Le fait est très net dans certains cas : dans les vaisseaux cribleux, par exemple.

L’épaississement peut, en se localisant en des points restreints de la paroi, former des saillies sur le fond mince, sorte de sculpture en relief, ou envahissant la paroi presque entière, n’épargner que des points restreints qui simulent dans le fond épais une sculpture en creux. On rencontre tous les intermédiaires entre les cas extrêmes et l’on utilise la configuration des sculptures pour distinguer les cellules.

Si la cellule fait partie d’un tissu, l’épaississement se fera sur la face interne de l’élément ; si elle est libre et baigne dans un liquide nourricier, l’épaississement pourra se faire sur les deux faces et être très sensible sur la face externe : exemple les pollens de Composées (pl. XXYII, fig. 16, vulyaris) (montés dans la glycérine) qui sont hérissés de petites épines ; les spores de beaucoup de fougères (3' 4' 5' pl. XXX) qui présentent soit des épines, soit des membranes.

Le cas le plus simple est fourni par les poils rhizoïdes du Marchantia polymorpha (fig. 15, pl. II) qui, montés dans l’eau après avoir été débarrassés des granules terreux qui les souillent, montrent çà et là de petits points brillants saillant dans la cavité : ce sont des épines internes. Ces ponctuations font nettement partie, le plus souvent, d’une spire idéale tournant dans la cavité.

Nous trouverons la spire continue dans les cellules spiralées. La coupe longitudinale un peu épaisse, montée dans l’eau, de la tige des Melocactus, Eckinocactus^ Mamillaria [M. simplex fig. 16, pl. II) montre en effet une large lame spirale dans un grand nombre de cellules. Le plus souvent la spire est mince, déliée comme un fil et la cellule peut présenter un seul de ces filaments ou plusieurs marchant parallèlement ou en sens inverse. On aura occasion d’en observer un grand nombre dans les trachées. Actuellement, nous conseillons l’examen d’une feuille de Sphagnum fraîche ou non [Sp. cymbifoliimi, fig. 22', pl. II) qui, déposée entière dans une goutte d’eau ou de glycérine, laissera voir deux sortes de cellules : les unes étroites c. c//, contenant de la chlorophylle et formant un réseau dont les mailles sont occupées par de larges cellules c. aq qui à l’état naturel se remplissent d’eau par des perforations et qui sont surtout remarquables par la présence d'uii épaississement spiralé ou annelé. Les cellules annelées

TECHNIQUE SPÉCIALE

sont plus nombreuses que les autres que Ton rencontre surtout sur le bord et le milieu de la feuille.

Les coupes transversales ou longitudinales du voile de la racine aérienne de V Oiicidiiim spJiacelatum,iomn\^?>Qi\iàQ; bons exemples de cellules à spirales multiples (lig. 21, pl. II).

Que les filaments s’épaississent, se disposent irrégulièrement, s’anastomosent, la cellule réticulée. La figure 17, pl. II, représente quelques cellules de ce genre prises dans le mésocarpe du fenouil coupé transversalement.

Que les points ménagés s’allongent, la cellule sera raye^,et,si les raies se disposent parallèlement, elle devient rayée scalariforme . La coupe longitudinale du bois (le la vigne montre en abondance de ces cellules réunies en vaisseaux (fîg. 4. pl. Y). Les raies larges dans cet exemple peuvent devenir très étroites [Ruscus aculeatus, fig. 3"'', planche XV).

Ce dernier exemple nous conduit au type extrême: les points ménagés vus de face /(fig. 20,pl. II) se présentent comme de petits points noirs: la cellule est ponetuée. Vue de cbamp, la ponctuation ch allongée en canalicule est parfois simple, parfois divisée, mais, chose remarquable, les canalicules de deux cellules voisines se correspondent exactement. Ces canalicules ne s’observent bien que lorsque la paroi a une certaine épaisseur (fig. 13-13', 20,23); si celle-ci est mince (sureau, fig. 2-3,pl.Il), la paroi présente simplement des alternances de parties minces et un peu plus épaisses; la ponctuation p^ vue de face, se projette comme un cercle tracé dans la paroi.

On pourra suivre la progression de l’épaississement dans les quatre exemples que nous avons représentés dans laplanchell: la moelle de sureau qui nous est déjà connue ; la coupe transversale de la moelle du Clematis vitalba^ fig. 23 ; la coupe transversale de l’écorce d’angusture fausse que l’on aura au préalable fait ramollir dans l’eau et dans laquelle on recherchera surtout les cellules de la couche scléreuse caractéristique; les coupes transversale et longitudinale (fig. 13, 13') de l’écorce ramollie de quinquina Maracaïbo dans lesquelles on recherchera les fibres.

Les cellules courtes à parois fort épaisses comme celles de la fausse angusture, des petits noyaux des poires de mauvaise qualité, sont en raison de leur résistance appelées scléreuses.

Chez les Conifères, les Cycadées, les Drymis on trouve dans le bois des fibres dites aréolées à ponctuations très larges recouvertes par une production de la partie de la paroi qui les limite. Cette production, en s’avançant au-dessus d’elle, forme une sorte de cloche perforée dans sa partie supérieure («, fig. 18', pl. II). Vues de face (fig. 18, pl. II), ces ponctuations présentent un double contour : le plus grand formé par la base de la cloche, le plus petit correspondant à la perforation supérieure. On s’adressera de pré-

férence aux Conifères pour les voir; on fera des coupes longitudinales de lige. Pour obtenir la vue de face (fig. 18, pl. II, fig. 3', pl. XII), les coupes seront menées parallèlement au rayon (les botanistes appellent ces coupes radiales) ; pour avoir la vue de champ, la coupe sera perpendiculaire au rayon (tangentielle^ disent les botanistes). Nos exemples sont pris sur le mélèze et le Pinus maritima. Ces ponctuations aréolées ne sont point propres à ces végétaux, on les rencontre fréquemment dans la paroi des vaisseaux ponctués (pl. Y, fig. 3, tige de Malva sijlvestris).

Dans des cas assez fréquents, la ponctuation se modifie pendant Faccroissement de la paroi : ponctiforme à la face externe, elle est rayée à la face interne ; elle se présente alors comme une ligne ponctuée en un de ses points. Ailleurs, la ponctuation étant toujours linéaire, la direction de la ligne change de telle sorte que les deux orifices, en se superposant, donnent, au microscope, l’image d’un X à branches plus ou moins divergentes. La coupe longitudinale de la tige du Ruscus aculeatus (fig. 3'^, pl. XV) nous en montre en pe des exemples. Les cellules qui ont été choisies ici se trouvent immédiatement au-dessous du parenchyme cortical chlorophyllien.

La paroi mince semble homogène, mais, dès qu’elle prend un peu d’accroissement en épaisseur, elle se divise, vue en coupe, en couches superposées formées par des lames de cellulose peu hydratée, réfringente et éclairée alternant avec d’autres lames de cellulose fort hydratées et sombres. Le nombre de ces couches varie avec l’épaisseur de la paroi, mais les deux lames limites sont toujours constituées par de la cellulose peu hydratée, plus résistante.

Une dispo'sition semblable s’observant sur la face externe, il faut en conclure que la paroi est formée, à la suite de la rencontre de ces deux systèmes de lames, par de petits prismes juxtaposés de cellulose plus ou moins imbibée d’eau. Les stries de la seconde variété sont tantôt longitudinales et rectilignes, tantôt inclinées sur la direction de la cellule, décrivant des spirales. On observe parfois deux séries de ces lamelles spirales se coupant selon un angle plus ou moins grand. Les couches concentriques se verront facilement sur des coupes transversales et longitudinales de tout élément épaissi vivant ou mort à la condition que dans le second cas on rende à la paroi par une immersion dans l’eau suffisamment prolongée le liquide qu’elle a perdu par la dessiccation ; en effet, la perte d’eau ou l’hydratation trop grande, qui répartit également le liquide dans la paroi, font disparaître les stries ; l’application de la potasse produit rapidement cet effet en gonflant la paroi et permettant la pénétration de l’eau. Nous avons représenté ces stries concentriques dans les figures 13-13', pl. II, prises sur les grosses fibres du quinquina Maracaïho, dans la figure 23 reproduisant une coupe transversale d’une partie de la moelle du Clematis flammiila. On

TECHNIQUE SPÉCIALE

pourra les rechercher encore dans des coupes transversales de poils d’Opuntia, ou do racine de salsepareille de la Yera-Gruz, dans ces cellules légèrement scléreuses de la moelle faussement regardées, parfois, comme ligneuses.

On observera facilement sur les larges fibres du péricycle du Vinca major les série des stries croisées visibles surtout sur la face externe delà cellule. La préparation la plus convenable sera obtenue en dénudant grossièrement la tige avec faiguille droite, puis grattant avec le scalpel la partie profonde du parenchyme cortical et les tissus sous-jacents. On trouvera dans la masse obtenue, dissociée dans l’eau, les fibres recherchées (fig. 19, pl. II). La coupe longitudinale, moyen plus élégant, ne fournit pas de résultats aussi bons. On peut pratiquer dans le même but avec un succès certain des coupes longitudinales dans les bois des Vitis, tilleuls, érable sycomore, tbuya, mélèze.

Composition chimique de la paroi. — Passant maintenant à un autre ordre d’idées, nous allons apprendre à distinguer sous le microscope les différentes matières qui entrent dans la constitution des parois des cellules. Ces matières assez nombreuses peuvent être réparties en trois groupes distincts.

Dans le premier groupe nous placerons la cellulose (C^^IP“0‘“) puis d’autres corps qui se distinguent de la cellulose soit par la concentration plus grande des molécules : paracellulose ^ ou au contraire par

un abaissement de l’exposant placé en face du radical commun, le glucose déshydraté; nous citerons : la lichénine (C‘^IP®0‘“) ^ la gélose, les mucilages (C^^rr“0‘°) les gommes, la dextrine (C‘^IP®0^“) % le glucose (Q12H10O10 ipo2)^ Ces substances proviennent du reste, presque toujours, d’une transformation plus ou moins bâtive de la cellulose.

Dans le second groupe, nous rencontrerons des membranes qui, ayant la cellulose pour base, ne présentent plus cette substance à l’état de pureté, mais incrustée de certaines matières qui peuvent la voiler complètement. La cellulose pourra toujours être mise en évidence en enlevant l’incrustant par des dissolvants appropriés. Le phénomène porte, selon la nature de la substance déposée, le nom de lignification (lignose ou vasculose), cérification, minéralisation, coloration. A ce groupe se rattache la métacellulose ou fongine qu’on regardait à tort jusque dans ces temps précédents comme un polymère élevé (C^^tr°0^°) du glucose. Dans le dernier groupe, la substance n’a plus aucun lien avec la cellulose ou le groupement glucose ; la seule matière connue : la subérine ou cutine (GiajqioQâ) provenant d’une altération totale de la cellulose.

Les réactions et propriétés de la cellulose., que l’on pourra constater sur quelques filaments de coton dissociés sur le porte-objet, sont les suivantes.

Traitée par le chlorure de zinc iodé \ elle se colore en bleu. Elle prend la même coloration par l’action de l’iode et de l’acide sulfurique : la préparation est immergée pendant quelques minutes dans la solution iodéeiodurée, puis débarrassée rapidement et complètement de l’excès de réactif par le papier à filtre, enfin traitée par le réactif de Yétillart ^ dont l’action est parfois un peu lente, mais, en tous cas, préférable à celle de l’acide sulfurique concentré qui agit rapidement en détruisant tous les tissus.

Elle fixe le bleu de quinoléine, le brun d’aniline; ne fixe pas, lorsqu’elle est bien pure, la fuchsine.

Elle est colorée en rouge par le carmin aluné de Grenadier que l’on obtient en faisant bouillir pendant dix minutes une petite quantité de carmin en poudre dans une solution saturée d’alun.

Le réactif de Schweitzer ^ dissout la cellulose, mais il l’abandonne au contact des acides étendus.

Les éléments du liber et des tissus jeunes ont des parois formées le plus souvent par de la cellulose pure.

La pai'acellulose présente les mêmes réactions que la cellulose, mais après action des acides étendus.

La lichéiiine, substance des parois amylacées^ est isomère de la granulose, substance fondamentale du grain d’amidon, et possède comme elle la propriété de se colorer en bleu par le simple contact de l’iode. La coloration bleue que prend la cellulose en certains cas est due à la formation de cette substance sous l’action hydratante énergique du chlorure de zinc ou de l’acide sulfurique. On pourra rechercher la licbénine dans le Cetraria Islandica sur des coupes transversales de thalle, dans les asques du Peltigera canina sur des coupes passant par les apothécies, ou bien encore dans les cotylédons du Tamarin ou enfin dans l’amande des graines de Pæonia que l’on débitera en tranches minces.

La gélose^ les mucilages^ les gommes proviennent de modifications de

1. Saturez Q. V. d’acide chlorhydrique par du ziuc; évaporez la dissolution en présence d’une lame de zinc et à 100® au plus pour obtenir un liquide de densité — 2,00. Ramenez à D — 1,8 par addition de 12 0/0 d’eau; ajoutez 6 0/0 d’iodure de potassium et saturez d’iode.

2. Mêlez 'peu à peu à 2 vol. de glycérine à 28“ additionnés de 1 vol d’eau distillée, renfermés dans un flacon placé sous un robinet d’eau froide pour empêcher l’échauflément, trois volumes d’acide sulfurique à 60®. La liqueur âgée a besoin d’être ravivée de temps en temps par addition d’une petite quantité d’acide.

3. Placez dans un petit entonnoir dont la douille est incomplètement fermée par un tampon de coton de verre, une certaine quantité de tournure de cuivre que vous lessivez avec de l’ammoniaque concentrée passant à plusieurs reprises, 5 ou 6 fois, sur le métal exposé au contact de l'air. Vous pouvez encore précipiter par rammoniaque de l’hyposulfate ou sulfate basique de cuivre, laver le précipité, puis le dissoudre dans l’ammoniaque concentrée. Le réactif sera filtré, après quelques jours, à travers un tampon de coton de verre ou d’amiante.

TECHNIQUE SPÉCIALE

plus en plus profondes de la cellulose, modifications que Ton réunit sous le nom de gélification. L’eau froide dissout la gomme, gonfle énormément les deux autres substances. L’iode employé seul ou avec le concours de l’acide sulfurique est sans action sur , ces corps. Le violet d’aniline de Ilanstein ^ colore en rouge les parois des cellules gommeuses. Les mucilages absorbent très fortement les couleurs d’aniline. Le cbloro-iodure de zinc les teint en jaune ; quelque temps d’immersion dans l’ammoniaque additionnée de nitrate d’ammoniaque leur communique la même coloration.

Il est indispensable dans la recherche de la gomme de fixer au préalable ce corps en immergeant la pièce, pendant plusieurs jours, dans l’alcool à 90^ On opérera ensuite toutes les manipulations dans l’alcool, évitant avec soin tout contact de l’eau ; les préparations seront montées dans le baume. On devra prendre les mêmes précautions dans la recherche des mucilages.

Il est fort intéressant d’assister à l’absorption d’eau par un mucilage sec et à son gonflement consécutif. Ayant obtenu, à sec, une coupe transversale de graine de lin, de coing ou de bourse-à-pasteur, on la disposera, toujours à sec, sur le porte-objet et on la recouvrira de la lamelle. Mettant au point les cellules épidermiques et les fixant sous l’objectif, l’on fera passer par capillarité une goutte d’eau sous la lamelle ; à peine celle-ci sera-t-elle arrivée au contact de la coupe que l’on verra la cuticule, petite lame brune très mince, violemment écartée par le développement d’une substance presque diaphane : le mucilage gonflé. L’absorption d’eau continuant, le mucilage disparaît après quelques minutes au milieu du liquide.

On pourra observer la gélose et constater ses propriétés sur la pseudotige de la laminaire digitée, employée en chirurgie pour dilater les plaies. Nous suivrons un procédé opératoire inverse de celui que nous avons décrit précédemment afin d’éviter la mise hors d’usage du rasoir qui refuse le plus souvent d’entamer la gélose sèche. On fera gonfler un centimètre de substance dans l’eau pendant plusieurs heures avant d’en faire des coupes transversales que l’on obtiendra facilement dans ces conditions. On fera une première inspection dans l’eau, puis on laissera dessécher la préparation et elle sera observée une seconde fois. Les figures 1 et i' (pl. III) montrent les cellules centrales de l’organe hydratées, puis dépourvues d’eau.

Nous parlerons bientôt de la dextrine et du glucose que l’on observe surtout dans cette désorganisation totale de la paroi, liquéfaction.

Abordons maintenant le second groupe :

La lignose ou vasculose (C^®II‘^0^“) est très répandue ; elle se localise surtout dans le bois : les vaisseaux, fibres, cellules parenchymateuses,

1. Dissolution alcoolique à parties égales de violet de mélhylaniline et de fuchsine. •

TRAITÉ PRATIQUK DE MICROGRAPHIE

mais on peut la rencontrer dans toutes les parties de la plante : la moelle, le parenchyme cortical, lorsque les parois de ces tissus prennent de la consistance en s’épaississant.

La cellulose est complètement voilée par la lignose, mais on peut cependant la remettre en évidence par l’action de l’acide azotique ou de la potasse employée à chaud et sous pression qui enlèvent l’incrustation de lig-nose.

Les tissus lignifiés sont colorés en rose foncé par la fuchsine É Immergés pendant un certain temps dans une solution aqueuse ou alcoolique de sulfate d’aniline, puis traités par l’acide sulfurique étendu, ils se colorent en jaune. On réussit bien aussi avec le chlorhydrate d’aniline et l’acide chlorhydrique, employés, comme précédemment, à leur communiquer la teinte jaune. La coloration jaune leur est également donnée par l’iode, le chlorure de zinc iodé, l’iode et l’acide sulfurique, l’acide picrique. Imbibés d’acide chlorhydrique, puis traités par une solution alcoolique de pbloroglucine à 0,5 0/0, ils se colorent plus ou moins vile en rose intense. Ils se colorent en rouge intense après immersion de quelques minutes dans une solution aqueuse étendue d’indol, puis lavage dans Tacide sulfurique étendu de 4 parties d’eau. Ils se teignent en bleu par l’immersion pendant quelques minutes dans le liquide suivant: bleu d’aniline 0°é03 ; eau distillée 4 grammes ; acide nitrique 0”é5 ; alcool Q. S. pour compléter 40 grammes ; les coupes sont lavées à l’alcool et à la térébenthine au sortir du liquide. Ils sont solubles dans l’acide cliromique et dans le mélange bouillant d’acide nitrique et de chlorate de potasse. On utilise cette réaction pour l’isolement des cellules dans les cas où la membrane mitoyenne est lignifiée.

On pourra vérifier les propriétés de la lignose sur des coupes transversales de bois de dicotylédones ligneuses; toutes se prêtent également bien à cette étude.

La cérification de la paroi, assez difficile à constater, ne s’observe que dans les cellules épidermiques qui produisent parfois la cire en si grande quantité qu’elle est éliminée et forme à la surface un revêtement blanc (pruine, etc., Yoy. Épiderme). Le plus souvent, la cire se localise dans la paroi; on la met alors en évidence en chauffant doucement dans l’eau des sections un peu épaisses d’épiderme : elle exsude sous forme de gouttelettes dans toute l’étendue de la cuticule et des couches cuticulaires. On

]. On peut obtenir la coloration en quelques minutes en employant la solution ammoniacale concentrée (p. 45); il est préférable de faire usage d’une solution très étendue dans laquelle on abandonne la coupe pendant quelques heures. Styler immerge les coupes dans une solution de chlorure de calcium à 1/60, puis, pendant une heure, dans une solution d’hyposulllte de soude à 1/32; il les lave à l’eau, passe à l’alcool et les traite enfin par une solution d’acétate de rosanitine à 1/900, dont il enlève l’excès par l’alcool.

TEGHNIOÜE SPÉCIALE

trouvera des exemples convenables, d’après M. Van Tieghem, dans les tig'es (ï Acer striatum^ Sophora Japonica,\e;^ feuilles de Cycas revoluta, Aloe verrucom.

Les matières, minérales qui se déposent le plus communément dans la paroi sont la silice, le carbonate et l’oxalate de chaux ; les dernières s’y présentent soit à l’état amorphe, soit à l’état cristallisé; la silice y est toujours amorphe. A ces substances il convient d’ajouter la plus grande partie des sels qui forment la cendre des végétaux et qui se rencontrent surtout dans les parois lignifiées auxquelles elles communiquent une résistance encore plus grande, mais le microscope ne peut les déceler.

La silice se rencontre en grande quantité dans l’épiderme des Graminées, surtout chez les rotangs, dans celui des prêles, et en plus grande masse chez V Equisetum hyemale ({W-Q chez les autres. C’est dans ce végétal qu’on la recherchera; elle se trouve là tantôt en granules très petits à peine distincts, tantôt en granules énormes faisant saillie à l’extérieur (5 fig. G, 6', pl. III). La figure 6 représente une coupe transversale de la tige ; 6' a été obtenue en incinérant complètement sur un fil de platine replié une portion d’épiderme enlevée avec le rasoir dirigé parallèlement à la surface et aussi peu profondément que possible. On peut accélérer l’opération en immergeant la coupe dans l’acide sulfurique et calcinant en présence de ce corps. Les cendres, formées presque entièrement de silice, seront maniées avec la plus grande délicatesse et observées dans l’eau ou la glycérine. La proportion de silice est si grande que la forme des cellules se trouve conservée. La carapace des Diatomées est aussi un bon sujet d’observation; nous y reviendrons.

La silice est soluble dans l’acide Iluorhydrique, mais la rapidité de la solution est liée intimement au degré de concentration de l’acide et à l’état physique de l’oxyde de silicium. Amorphe, elle est soluble dans l’acide chlorhydrique pourvu qu’elle n’ait pas été portée à une haute température. L’action de la chaleur modifie aussi d’une façon sensible le degré de solubilité de la silice dans la potasse et le carbonate de soude bouillant, en le diminuant. Il sera donc plus facile de caractériser la silice sur les végétaux frais que sur leurs cendres.

Le carbonate de chaux amorphe se verra facilement dans la coralline des officines. On en montera d’abord quelques articles dans l’eau ou la glycérine neutre pour observer la masse calcaire, puis on les portera dans un liquide acidulé par l’acide acétique afin de constater la décomposition du carbonate. Avec le temps et quantité suffisante d’acide, on pourra chasser complètement le calcaire et rendre diaphanes les cellules primitivement opaques (pl. XXXII, fig. 32).

Le carbonate de chaux cristallisé sera recherché dans les cystolithes^

épaississements locaux énormes de la paroi proéminant dans la cavité de la cellule à la façon d’une massue, qui s’observent surtout chez les Morées [Ficus elostico), les Urlicées [Parietaria^ les Acanthacées [Justicia,

Adhatoda). Ces prolongements sont rendus mùriformes par le poinlement des cristaux de carbonate de chaux qui se sont déposés en grand nombre dans leur intérieur. Nous en donnons deux exemples obtenus par la coupe transversale des feuilles de Ficus elastica (fig. 4, pl. III) et de pariétaire (fig. 5). Les cystolithes se trouvant sous l’épiderme supérieur, celui-ci, afin d’obtenir une section plus nette, sera disposé dans la pince de sureau de façon à être entamé en premier lieu. Les coupes seront montées et observées d'abord dans Teau ou la glycérine neutre, puis traitées par l’acide acétique pour mettre en évidence le carbonate par le dégagement d’acide carbonique.

Uoxalate de chaux n'a encore été signalé dans la paroi qu’à l’état cristallin; il y revêt la forme du prisme oblique à base rhombe, mais, bien souvent, la hauteur des cristaux est assez peu considérable pour que les prismes se présentent comme des tables rhomboïdales. Il est insoluble dans l’acide acétique; soluble dans l’acide chlorhydrique étendu; la solution chlorhydrique étant saturée par un alcali, l’oxalate se précipitera sur la lame en cristaux octaédriques fort petits, mais très nets. On le recherchera, par des coupes transversales, dans la paroi externe de l’épiderme de la feuille du Sempervivum calcareum^ ou encore dans le liber de la tige des Cupressinées. Nous représentons dans la figure 7 (pl. III), un petit fragment du liber du genévrier commun qui présente un grand nombre de petits cristaux d’oxalate.

La métacellulose ou f angine devrait simplement ses propriétés toutes négatives à l’incrustation de la cellulose qui forme sa masse par des substances albuminoïdes. En effet, si l’on traite par la potasse le tissu des champignons supérieurs, ascomycètes et basidiomycètes, où l’on rencontre la fongine, l’action de la potasse étant prolongée à froid pendant plusieurs semaines, puis achevée par l’ébullition, on enlève la matière incrustante et la cellulose reparaît avec toutes ses propriétés.

Par coloration on entend le dépôt dans la paroi de matières colorantes sécrétées par la cellule; elle s’observe soit dans le bois, soit dans le liber. C’est dans les parois des cellules ligneuses qu’on cherchera les matières colorantes des bois de Fernambouc, Sappan, Campêche, Santal, Mûrier des teinturiers, racine de Berbéris. Les coupes transversales en montrent facilement la localisation: nous représentons (fig. 2, pl. III) une petite portion de bois de Fernambouc dans lequel la paroi v des vaisseaux, celle des fibres /, enfin celle du parenchyme p^ sont également chargées de principe colorant. Les réactions de ces matières varient, est-il besoin de le dire, avec leur composition chimique.

TECHNIQUE SPÉCIALE

Passons maintenant au dernier groupe.

La cutine ou subérine se développe à la surface de tous les végétaux dont elle constitue la substance protectrice par excellence. Elle est très répandue : elle forme la cuticule des cellules épidermiques, la partie externe de Pexine des grains de pollen, l’exospore des spores, la masse totale du liège L

La subérine se dissout daiii la potasse concentrée et bouillante qui la transforme en une masse granuleuse jaune d’or. Le mélange oxydant d’acide azotique et de chlorate de potasse la transforme à l’ébullition en acide subérique. Le cblorure de zinc iodé, l’iode employé seul ou après l’action de l’acide sulfurique la colorent en jaune ou en brun. Elle fixe avec intensité les couleurs d’aniline. La fuchsine ammoniacale la colore en un rose noireâtre qui tranche assez bien sur la teinte rose vif que prennent sous la même influence les tissus lignifiés. L’énergie avec laquelle elle retient la fuchsine permet de distinguer ces deux matières : subérine et lignose, car les coupes colorées à la fuchsine traitées par l’alcool absolu cèdent facilement la matière colorante au liquide, sauf cependant celle qui s’est fixée sur la subérine qui, après le traitement, apparaît en rouge sur le fond décoloré.

L’acide ebromique pur, privé d’acide sulfurique, employé, selon les cas, à différents états de concentration, éclaircit les tissus cutinisés, naturellement jaunes ou bruns, et les rend diaphanes.

Nous donnons en 3, pl. I[[, une partie de la coupe transversale de la feuille d’iris. La paroi externe des cellules épidermiques est nettement divisée en deux parties : une fine lame brune, externe, eu, la cuticule; plus intérieurement, la paroi de cellulose cl qui se montre éclairée. On accentuera encore la différence de coloration en traitant la préparation par le cblorure de zinc iodé ou 1 acide sulfurique et l’iode : la cellulose deviendra bleue, la cuticule jaune. Les épidermes des feuilles d’Aloès, d’Agave, d’Œillet se prêtent également bien à cette étude. On pourra vérifier les propriétés de la subérine sur des coupes minces de bouchon : liège du Quercus suber. On rencontre souvent au-dessous de la cuticule une couche plus ou moins épaisse de cellulose incomplètement transformée en subérine, ce sont les couches cuticulaires qui présentent encore après l’action de la potasse concentrée et bouillante, qui enlève la subérine, les réactions de la cellulose. On cherchera les couches cuticulaires dans la feuille de houx (Ilex aquifohum) , dont on préparera des coupes transversales.

Le fait de la transformation partielle de la paroi n’est pas propre à la

1. D’après M. Yuillemin, la cutine et la subérine ne seraient pas des matières identiques, car si l’on traite ces substances par : 1® un excès de bleu d’aniline en solution alcoolique, 2° la phloroglucine, 3“ l’acide chlorhydrique, la cutine se colore en bleu pur, la subérine en rose.

siibérification, elle s’observe clans la gélification, la lignilication ; clans des cas nombreux, la paroi se trouve ainsi divisée en deux, trois, quatre couches superposées de matières différentes formant ce que l’on nomme des enveloppes. Chez les Algues à parois gélifiées la partie interne de la membrane reste toujours à l’état de cellulose comme le montrent facilement les coupes transversales des cellules externes du thalle du Fucus vesiculosus, fig. 8. Pareil fait s’observera dans ralburnen du caroubier (fig. 9).

Fig. 8.

Coupe transversale du thalle du Fucus vesiculosus.

Fig. 9. — Albumen du caroubier à membranes cellulaires gélifiées.

Les enveloppes des grains de pollen de l’if (pl. XXVII, fig. 9) sont quadruples : à l’extérieur se rencontrait dans le jeune âge une première membrane gélifiée qui a servi à la nutrition du pollen et qui par sa disparition a amené la mise en liberté de l’appareil mâle ; la deuxième membrane est subéreuse et forme la partie externe de l’exine du pollen libre; la troisième est gélifiée et rompt la seconde par son gonflement lorsqu’elle se trouve au contact de l’eau; la quatrième qui se développera en boyau pollinique est cellulosique. De pareils faits s’observent fréquemment dans les parois lignifiées et, sans nous y arrêter ici, nous utiliserons cette connaissance dans la dernière partie de ce traité pour la détermination des fibres textiles d’après le procédé Vétillart.