VII. CHAPITRE

Cultures pures du champignon du rot livide.

On peut facilement cultiver le champignon du rot livide en employant les méthodes habituelles. Nous avons obtenu des cultures absolument pures dans différents liquides nutritifs sucrés, sur du moût, sur des milieux solides, du pain trempé dans du moût, de la gélatine faite de moûtsS de l'agar-agar etc.

Les spores ou macroconidies sont pourvues d'une exospore colorée en brun. L'exospore c'est-à-dire la cuticule est très mince, tandisque la membrane proprement dite (endospore) est plus épaisse. La paroi ainsi formée ne peut être colorée.

Germination. Les macroconidies germent facilement sur le porte-objet, elles se gonflent d'abord légèrement, leur exospore se fend comme une écaille d'oeuf avec des marges angulaires ébréchées ; et émettent le contenu de côté ou par leur pôle convexe sous forme d'ampoule (spore secondaire) incolore (planche XVI!, fig. 122).

Baccarini^ avait déjà signalé la spore secondaire, mais on n'avait point fait cas de ses données. J'ai, dès mes premières cultures, montré la spore secondaire même avant d'avoir connu l'ouvrage de Baccarini. Cavara» n'en souffle mot et ne décrit point la spore secondaire ; il en est de même des autres auteurs qui ont marché sur ses traces et qui n'en font également pas mention.

* Elles couvraient même une superficie de 225 cm* et nous les avons exposés à l'Exposition d'Agriculture de Pozsony (du 7—28 Septembre 1902).

* Baccarini. Appunti. p. 330.

» Cavara. Fr. Intorno ail disseccamento dei grappoli délia Vite. 1888. p. 18.

Je n'ai jamais vu germer les spores sur leur pôle pointu qui affecte souvent la forme d'un bec (celui qui correspond à leur point d'insertion). Je pense donc que sur les dessins de Cavara la spore marquée c s'y est glissée par mégarde.

La spore secondaire en forme d'ampoule est plus grande que celle qui Ta formée, sa membrane épaisse incolore est la continuation immédiate de la paroi intérieure (endospore) de la spore germante (planche XVII, figure 122i— j). Remarquons que la spore secondaire peut se soustraire facilement à l'attention de l'observateur, si l'on examine la spore en germination du côté opposé c'est-à-dire vue de derrière (planche XVII, fig. 1223) et si l'on emploie un grossissement faible. C'est la raison pour laquelle oa ne l'a généralement point remarquée.

Le plasme de la spore en germination est finement granulé et cache un grand nombre de noyaux en état de division. On peut parfaitement observer les filaments faisant communiquer directement à travers la cloison du tube germinatif les protoplastes, au moyen de préparations fixées et teintes, en employant un fort grossissement de 2000 à 3000 fois (planche XVII,fig. 123). Les cellules des tubes germinatifs présentent aussi un grand nombre de noyaux.

On observe souvent la désarticulation des petites cellules, qui ressemblent aux conidies (planche XVII, fig. 124).

Baccarini déclare qu'avec une température de -f- 18 à -f- 22 Q,^ un tube germinatif robuste et ramifié s'est déjà formé en l'espace de 2 à 4 heures.

A son avis, les spores ne germent que très lentement entre + 5 et + 8 C^ et il faut trois jours pour le développement d'un tube germinatif assez court, tandisqu'entre -f- 12 et -f- 15 C^ le développement est plus accentué.

Si l'on trouve des divergences dans les données relatives à la germination, la cause, en esta mon avis, dans la composition des milieux nutritifs.

D'après mes propres recherches :

1» Des spores de couleur brune, dans de Peau de pompe stérilisée cultivées en chambre humide, ont germé à la température du laboratoire (+17 C^) en l'espace de 20 à 21 heures, à -j- 25 C^ en l'espace de 15—18 heures seulement, tandisqu'à + 38 ou +39 C^ elles réclament 12 à 16 heures.

2^ Des spores de couleur brune ont germe dans du moût (culture de chambre humklè) à la température ordinaire (-f- 1 7 C*) en Fespace de Q à 11 heures, et à 4- 25 C® en l'espace de 6 à

8 heures.

3® Des spores brunes dans du moût (culture de chambre humide) n'ont pas, pendant deux jours, germé à 0«; l'étuve chauffée à la température ordinaire, (+17 C^) elles ont germé en 24 heures, tandisqu'à + 25 C^ elles germaient en l'espace de 8 à

9 heures, et en l'espace de 10 à 12 heures à + 38 ou + 3Q C^

4^ Des spores brunes dans du moût (cultivées en chambre humide) à +5 C'ou-f-8 C* ont été deux jours sans germer; en relevant la température jusqu'à + 17 C* elles ont germé en l'espace de 20 à 24 heures.

b^ Des spores incolores dans du moût (en chambre humide) à la température ordinaire n'ont point germé pendant deux jours; à +25 C*, 8 à lOVo d'elles ont germé en 24 heures. Les spores incolores n'ont point jauni pendant la germination,

6* Des spores de couleur brune semées dans du moût et exposées à la température suivante:

matin

midi

soir

moyenne

l^"* jour

2ème jour

1 Co.

3èmejour... ...

4ème jour

n'ont point germé ; ramenées le 5^me jour à la température du laboratoire (+17 C^) elles ont germé en 24 heures; tandisqu'à + 25 C® elles ont déjà germé en l'espace de 8 — Q heures. L'expérience avait été pratiquée comme il suit : Dans cinq flacons de Freuden- REICH contenant chacun 10 ccm. de moût on avait semé des spores brunes et placé ensuite les flacons dans de la glace salée. Le matin du cinquième jour, on prépara des cultures de chambre humide et c'est ainsi que la germination a été observée. V Des spores brunes semées dans de F eau de pluie (cultivées en chambre humide) germent à +16 +19 C* en 21 à 24 heures et à 25 C^ en 16 à 19 heures.

8^ Des spores brunes dans de Peau distillée stérilisée (culture de chambre humide) ont germé à +16 — 1-19 C*^ en 30 à 36 heures, et à +25 C* en 24 à 28 heures.

Qo Des spores brunes cultivées séparément dans de Veau distillée, de Peau de pluie, ou du moût (à tubes germinatifs d'une longueur de 20 -90;x), et conservées à Pétat sec pendant 8 jours, puis semées dans du moût (à une température de + 25 C®) n'ont pas montré de développement,

10* Des spores brunes germées dans les milieux nommés au § 9 {èi tubes de 20 — 90 [x) conservées dans de Peau distillée pendant 8 /ours, et semées en moût restaient incapables du développement ultérieur (à -\-25 Oj.

1 1 ® Des spores brunes germées dans des milieux mentionnés au § 9 (k tubes de 20—90 y) conservées à sec pendant 2 — 3—4 jours, dans du moût ne présentent pas de développement.

\2^ Des spores brunes germées dans des milieux mentionnés au § 9 (à tubes de 20—90 u) conservées à sec pendant 24 heures, se développent dans du moût (à 25 C^J et forment en 5—6 jours un mycélium touffu, et produisent en P espace de 19— 21 jours des pycnides à spores mûres.

W Des spores brunes germées dans des milieux nommés au § 9 {k tubes de 20 — 90 u) conservées dans de Peau distillée pendant 6 Jours et semées dans du moût se développent (à + 25 C^) et produisent en 23—25 jours des pycnides.

14® Nous constatons d'après ces expériences que l'optimum pour tous les liquides employés est situé entre + 25 et + 30 C^.

On peut tirer de ces expériences des conclusions très suggestives et d'une haute importance au point de vue pratique :

1. Notamment que les spores germées dans la nature, dans de l'eau de pluie peuvent souffrir la désiccation pendant un jour, et continuer leur développement dans des conditions favorables (dès la format ion de la rosée si elles disposent d'une température assez chaude).

2^ Il est très important de savoir que les spores germées restent même en vie jusqu'à 6 jours, si elles sont suspendues dans de Peau, âest-à-dire les spores germées à la surface de la Vigne, en temps suffisamment humide ou abritées en quelques endroits de la plante dans des gouttes d'eau, peuvent attendre pendant des jours le moment favorable pour déterminer P infection.

On peut se rendre compte facilement - d'après ces données — de la propagation rapide du rot livide par une température constamment humide car non seulement la germination est favorisée par Vhumiditéy mais de plus, les spores déjà germées restent en vie pendant plusieurs jours, en conservant leur faculté de développement ultérieur, toujours prêtes à déterminer Pinfection, — tandisque s*il fait sec pendant un jour - elles dépérissent.

En conséquence il faut commencer le traitement immédiatement après la pluie, s* il fait chaud (contrairement à ce qui se pratique dans le traitement du black-rot) pour tuer immédiatement les spores germées prêtes à Finfection.

La suite du développement est très rapide. La spore secondaire pousse un ou deux tubes germinatifs dans lesquels les cloisons n'apparaissent que plus tard. Le tube germinatif est plié différemment, il se ramifie aussitôt, les ramifications apparaissent tout d'abord sous forme de proéminences. L'extrémité terminale du tube s'allonge, se divise par des cloisons et s'effile peu à peu en un fil extrêmement mince et pointu (planche XVII, fig. 122,).

Des renflements en forme d'ampoule apparaissent souvent dès la première période de développement sur le jeune tube germinatif (planche XVII, fig. 122,).

Les spores conservent leur faculté de germer pendant longtemps, quand on les garde au sec. Je possède des spores qu'on a conservées ainsi pendant 23 mois et qui ont ensuite germé.

Mais n'oublions pas qu'elles peuvent germer aussitôt après leur formation sans avoir besoin du moindre repos. Ceci est d'une grande importance pour la pratique.

J'ai déjà signalé plus haut qu'elles ne sont pas difficiles en matière de milieux nutritifs et continuent à se développer dans le suc cellulaire qui vient à découler dés grappes conservées dans un verre. On obtient ainsi au fond du verre de véritables cultures qui produisent par la suite de grandes pycnides.

Mycélium. Le mycélium croît généralement avec une cellule terminale, formant un système presque monopodial et se divise par des cloisons intercalées. Le mycélium qui se développe de la spore germée, s'enchevêtre, forme bientôt un thalle blanc cir-

culaire dont la spore occupe le centre, au milieu de filaments ondulés. Les tiges principales (ayant eu une bonne nourriture) mesurent 9—12—18 [l de diamètre.

Le diamètre des ramifications est variable, les dernières branches deviennent très minces, à peine 1 f/, et sont parfois tordues.

Bien nourri, le mycélium est rempli de plasme à fines granulations et dès que les tiges principales sont dévelopr>ées, il commence à former des organes de reproduction.

Or, le développement s'opère d'une façon différente si le miFieu nutritif est épuisé, ou si des changements défavorables se produisent dans le milieu.

Si nous rapprochons de semblables mycéliums, sans les spores qui se trouvent sur eux, on les prendrait pour des champignons totalement différents.

Les principales formes anormales sont les suivantes :

1* Le mycélium est composé de cellules en forme de tonneau. Il se divise au début par des cloisons plus épaisses, en cellules en forme de tonneau, qui continuent à croître régulièrement.

2® Le mycélium en forme de conferve. Ses cellules sont ordinairement trois fois plus longues que larges ; les cloisons en sont plus épaisses (planche XVII, fig. 125). Les branches rétrécies subitement à leurs bases se développent ensuite régulièrement. Quand les filaments sont trop ondulés, le mycélium présente un tableau plus étrange encore.

30 Mycélium vésiculaire. Tandisque le mycélium aux cellules en forme de tonneau est gonflé régulièrement, celui-ci se compose de cellules courtes, presque quadrangulaires d'une longueur de 6 à 8 ou 10 w., mais elles présentent des proéminences latérales qui forment de véritables vésicules (planche XVII, fig. 126). Au point de vue morphologique ces vésicules équivalent à des branches (figure I262). La preuve, c'est qu'elles peuvent produire de nouveaux rejetons vésiculaires ou même des branchés par cloisonnement. Les vésicules voisines sont souvent en contact, mais sans entrer en communication directe entre elles. Les branches vésiculaires concourent autant que les autres à la formation des pycnides.

Certaine forme du mycélium vésiculaire est pliée, courbée et ressemble aux Algues du genre Bolbochaete ou Coleochaete.

On trouve également dans les baies du mycélium en forme de Conferve; les tiges les plus âgées se développent ordinairement ainsi.

On ne peut apercevoir le développement des suçoirs sur le mycélium cultivé, ni même sur celui qui s'est développé dans les organes de la vigne.

Le contenu des tiges de mycélium trop âgées disparait ou sert à la formation de branches nouvelles, ces tiges sont très larges (18 }/-), repliées d'étrange façon et leurs membranes s'épaississent parfois considérablement en correspondant aux ondulations. Ces parties de tiges se forment aussi par suite de la réduction du thalle (planche XVII, fig. 127).

Les branches apparaissent surtout sur les plus jeunes filaments, comme des proéminences digitales dans lesquelles dès leur apparition le noyau cellulaire peut toujours à être constaté (planche XVII, fig. 128x-,).

Quelque soit le développement du mycélium, ses branches, en particulier les plus jeunes, s'entrelacent dès qu'elles se rencontrent et entrent en communication par des anastomoses (planche XVII, fig. 128s-4).

Les parois en contact disparaissent, les corps plasmatiques se soudent complètement, de sorte qu'on ne peut retrouver trace des limites. Les noyaux des filaments anastomosés ne se sont point unis, dans les cas observés une copulation n'avait pas eu lieu.

La membrane des filaments se bleuit par un traitement à l'Eau de Javelle et au chloro-iodure de zinc.

Continuité des protoplastes. Le plasme du mycélium est toujours en communication à travers les cloisons. C'est un fait facile à observer sur des préparations bien fixées avec de l'alcool à 70^ mélangé de 4^U de chlorure mercurielle ou sublimé corrosif et teintes avec de l'haemateine A. I., et montées après déshydratation en baume, plus facile encore à voir sur des préparations bien fixées et traitées ensuite au chloro-iodure de zinc.

Les filaments connectifs de plasme transpercent en son centre la cloison (planche XVII, fig. 12Q); par exemple ce fragment de mycélium composé de courtes cellules carrées

avec des protoplastes quadrangulaires à peine éloignés des membranes, montrent clairement les communications dans l'axe de rhyphe, même avec un grossissement de 660 fois.

Le même phénomène s'observe sans préparation préalable sur le mycélium du type Conferve, pourvu de cloisons plus épaisses (planche XVII, figure 125). Les cloisons épaisses, doubles permettent d'observer facilement la ponctuation étroite et transperçante. Ici, l'apparition de nouvelles cloisons de division est marquée au milieu de la cellule par l'arrangement des fines granulations du protoplasme.

Noyatix cellulaires. Leur arrangement est semblable à celui du mycélium développé dans les grains. Généralement, plus les filaments du mycélium sont minces, moins les noyaux sont nombreux; dans les branches d'une épaisseur de 6 [k on trouve les noyaux déjà isolés par des grands intervalles dans la ligne axiale des cellules (planche XVII, fig. 129). Les noyaux se multiplient par une division directe, les commencements des branches, les proéminences digitiformes reçoivent toujours en partage leur noyau (planche XVII, figure 128i a).

Formation des pycnides. Les cultures pures pullulent de pycnides, formées en grand nombre. Le champignon du rot livide n'est pas délicat, il produit des fruits sur du pain trempé dans du moût, sur des milieux nutritifs gélatines et même dans le jus des grains pourris.

La formation des pycnides commence d'abord par l'entrelacement de deux ou 3 branches qui forment ensuite une spire plus ou moins irrégulière produisant par différentiation la pycnide.

Cavara^ croyait encore que dans les foyers où les filaments mycéliens se pelotonnaient, leurs parois se dissolvaient à leur bout renflé, que leur contenu fusionnait, et que dans cette masse protoplasmique se développait alors un tissu pseudoparenchymatique composé de fort petites cellules, c'était le stroma qui donnait naissance au fruit.

Baccarini^ se fait une juste idée de ces petits amas de filaments pelotonnés et fait remarquer qu'ils ne se dissolvent

1 Cavara, Fr. I. c. p. 19. Planche IV. fig. 7. » Baccarini. Appunti p. 333.

point ; mais il décrit un peu différemment le développement ultérieur de la pycnide.^

Formation des spires. Des pycnides peuvent se former sur des ramifications de n'importe quel degré. La formation commence essentiellement par Tenroulement plus ou moins tordu des deux branches jumelles accolées ou des branches voisines du même filament. (Planche XVII, fig. 130i-8.) Sur les branches qui s'embrassent Tune l'autre on ne voit aucune différence essentielle ou des différentiations en forme d'organes sexuels. Leurs extrémités supérieures portent un long poil mince qui Rallonge très loin, phénomène que personne n'a jusqu'à présent signalé. (Planche XVII, fig. 130j 7.)

Dès que la spire en tire-bouchon est formée, les filaments produisent de 8 à 12 branchelets latéraux (planche XVIII, fig. 131), et il se forme alors un tubercule rond ou une masse ramifiée affectant différentes formes (houppe etc., planche XVIII, fig. 132).

Le mycélium ne se conduit pas toujours de la même façon. Parfois, c'est à peine si l'on peut remarquer une semblable spire recouverte, allongée, mais parfois tout le mycélium présente, pour ainsi dire, une activité tiévreuse, presque chaque filament est parsemé des premiers états des conceptacles. (Planche XVIII, fig. 133.)

Les fragments de branches formant les spires ont différentes dimensions. Ils sont tantôt très gros, tantôt très minces, cela dépend toujours du développement général du mycélium.

Les rejetons latéraux des filaments tressés se joignent et les autres filaments du mycélium concourent également au développement ultérieur. Ils croissent tout autour formant avec la spire ainsi recouverte d'une assise cellulaire continue, une pelote rondelette ou pointue, conique en son sommet. (Planche XVIII fig. 134 et 135.)

En faisant une section longitudinale de la pelote, à l'intérieur les bouts de filaments primitifs entrelacés se reconnaissent à leurs plus grandes cavités. (Planche XVIII, fig. 136i.)

> Baccarini. Intomo ad una maiattia dei grappoli del uva. 1886. p. 5. fig. 6-8.

La suite du développement est très rapide.

On s'aperçoit plus tard, que la pelote, homogène au début, se différencie en un appareil sporifère. Ses filaments plus serrés dans la partie inférieure, contenant plus de plasme, se ramifient rapidement et s'entrelacent d'une façon très dense. (Planche XVIII, fig. 1302.) Cette partie n'occupe que le tiers inférieur de la pelote. L'autre partie se compose de filaments moins serrés, plus larges et moins riches en plasme. A sa périphérie les filaments se serrent et forment une enveloppe homogène. Cette pelote a environ 120 y. de hauteur, et 60 u. de largeur. Il y en a de plus grandes et de plus petites. Les pelotes développées dans les cultures pures sont plus grandes que celles que nous avons obtenues dans des cultures faites avec des tranches de baies.

Le bord autour de l'ostiole s'aperçoit très tôt. Mais l'ostîole lui-même est encore fermé, bouché par de minces poils. On peu^ le voir sur le dessin (planche XVIII, fig. 137x), représentant la première section faite sur la pycnide jeune, et sur le dessin suivant (planche XVIII, fig. ISTj), qui correspond à la 4^* section de la série, montrant le tapis, (qui obstrue encore l'ostiole) entouré de cellules corticales brunes.

Dans la phase suivante la différentiation de l'enveloppe s'accentue parce que ses filaments se renflent et que les cellules deviennent polygonales sous leur pression réciproque tandisque les membranes commencent à s'embrunir.

L'hyménium ordinaire. Dans la partie inférieure de la jeune pycnide, les filaments commencent enfin à pousser parallèlement et s'um'ssent dans un tissu délicat produisant ainsi le jeune hyménium basai ou ordinaire. La masse d'hyménium est différente selon la grandeur des pycnides. Lorsque les pycnides se développent sur les tranches de la pulpe des baies du raisin^ l'enveloppe couvre souvent, presque immédiatement l'hyménium. (Planche XIX, fig. 143.)

L'hyménium annexe ou pariétal. L'enveloppe de la pycnide, le péride n'est pas lisse ; à l'intérieur, une masse de fila* ments épais ressemblant aux paraphyses y prennent naissance et pénètrent à l'intérieur de la pycnide. Parmi eux on en rencontre de plus courts qui forment un hyménium annexe ou pariétal, consistant en filaments sporogènes plus épais. (Planche

XIX, fig. 144— 145.) Pour ne point employer le gros mot de découverte, signalons pourtant une chose toute nouvelle, importante en ce sens que le caractère du Coniothyrium Diplodiella dont a tant parlé, à savoir, qu'il ne produit pas (Thyménium sur la voûte, disparait.

Les cultures artificielles viennent corroborer les observations faites sur des pycnides développées naturellement, Thyménium pariétal apparaissant souvent dans les deux cas.

Les filaments sporogènes de l'hyménium pariétal son quelquefois cloisonnés, se développent de façon irrégulière et correspondent aux excroissances du tapis du péride (planche XIX, fig. 146), c'est-à-dire aux cellules plus intérieures qui forment la couche que je viens de désigner sous le nom de «tapis». (Planche XIX, fig. 146i.)

L'hyménium pariétal produit des spores en même temps que l'autre.

Paraphyses. Les paraphyses qui pénètrent dans la lumière péridiale, disparaissent par la suite, deviennent mucilagineuses de même que parfois aussi la couche intérieure ou le tapis du péride. Quand l'hyménium pariétal n'existe pas, le tapis se dissout normalement en mucilage.

Du mucilage se développe, même d'une autre façon.

Des préparations fixées teintes, laissent apercevoir à l'intérieur des pycnides entre les spores un mucilage solidifié en réseau qui prend les même couleurs que l'hyménium. (Planche XIX, fig. 146i-.2.)

Aussitôt après leur apparition, ces deux hyméniums produisent des spores et pendant que les filaments qui y pénètrent deviennent muqueux, toute la cavité se remplit de spores.

Les spores sont incolores, chargées pendant leur articulation de noyaux par les filaments sporogènes d'épaisseur égale courts ou longs, minces, arqués, pointus (planche XIX, fig. 147). (Les derniers ont une épaisseur de 1*5 à 2*3 [x et une longueur de 30 \u)

On trouve ordinairement plusieurs noyaux dans les spores détachées. Les noyaux peuvent se multiplier même par division ultérieure; leur arrangement dans les mailles du réseau de plasme solidifié est très apparent. (Planche XIX, fig. 1437-8.)

Les spores incolores renferment souvent des cristàlloïdes ou masses amorphes de matière albuminoïde. (Planche XIX, fig. 149.)

Je n'ai point observé ces formations dans les spores libres, mûres et brunes.^

Les spores détachées continuent à mûrir et à brunir.

Les filaments sporogènes, quelle que soit leur forme, s'amincissent brusquement à leur base et poussent directement de minces hyphes «du lit»; au-dessous duquel le subicule s'est déjà transformé en pseudoparenchyme.

Les pycnides arrivent promptement à maturité et se reconnaissent surtout à l'embrunîssement de l'enveloppe, c'est-à-dire des 2 ou 3 couches de cellules extérieures du péride et à la différentiation de l'orifice.

Nous avons étudié tous ces détails en des séries de sections transversales et longitudinales faites sur les pycnides à l'aide du microtome.

Développement^ ultérieur des cultures. Quelque soit le milieu nutritif employé, les cultures ont toujours donné le même résultat final.

Dans les cultures à gélatine, le mycélium de Coniothyrium s'est développé sous forme de grandes taches rondes renflées, aux marges plissées, et d'un beau jaune-rouge (planche XVIII, fîg. 13Qi). Quand la production des pycnides commence, leur couleur devient plus foncée; les taches embrunissent à leur centre et les pycnides se présentent rangées en zones concentriques (planche XVIII, fig. ISQj).

Le développement des pycnides peut être très bien observé sur des sections faites dans des cultures de gélatine entières. La couche inférieure plus claire (planche XVIII, fig. 140) se compose de filaments fins, entrelacés en forme de touffe, c'est le thalle du Coniothyrium développé dans la masse de gélatine. Elle supporte la couche supérieure plus légère composée de filaments plus forts. C'est l'endroit où les pycnides apparaissent

* Bambeke, Ch. van. Le mycélium de Lepiota Meleagris (Sow.) Sacc. (Coccobotrys xylophilus [Fr.J Boud. et Pat.). Mém. des Membres de l'Académie Royale de Belgique. T. LIV. 1902. 57 pp. PI. VII. et

Sur la présence de cristalloïdes ches les Autobasidiomycètes. Bulletin de F Académie Royale de Belgique. Classe des sciences. 1902. No. 4. p. 227—250.

M. Bambeke constate la présence de cristalloïdes dans les hyphes des Autobasidiomycètes.

Les pycnides développées dans la gélatine sont plus grandes, que celles produites d'une autre manière ou poussées sur leurs milieux naturels.

Les cultures faites avec du pain trempé dans du moût (dans des flacons d'Erlenmeyer) sont celles qui conservent le mieux la végétation pure du champignon, purifiée par des cultures préalables sur de la gélatine mélangée à du moût dans les boîtes de Pétri.

Le mycélium cultivé sur le pain est blanc, duveté au début, puis, il se soulève en forme convexe, et se plisse en rides d'un demi-centimètre de hauteur. La surface des rides devient d'un brun-grisâtre et est parsemée de très grandes pycnides. Une semblable culture, la plus vieille, s'est conservée pendant neuf mois et est toujours productive.

Nous avons d'ailleurs continué à cultiver le rot livide sur la pulpe de grains sains.

Les baies de vigne ont été coupées en deux, ou fendues et sur les surfaces libres de la pulpe, des spores brunes mûres ont été ensemencées. Des grains conservés pendant quinze jours dans l'étuve (à +25 C°) ont produit des pycnides. Le mycélium a pénétré le grain de toutes parts et développé partout ses fruits (planche XVIII, fig. 138), même dans les lumières des cellules de la pulpe, parfois plusieurs dans la même cellule.

Le développement était du reste si intense sur les tranches de • baies, que les pycnides apparaissaient non seulement aux endroits que nous venons d'indiquer, mais encore sous Pépiderme, en double couche, même à sa surface.

En faisant un retour aux cultures sur porte-objets, on peut facilement y apercevoir les jeunes pycnides, dont l'enveloppe s'est différentiée et à l'intérieur desquelles apparaissent même des spores (planche XIX. fig. 141). On peut remarquer dès l'abord, que tous les filaments de mycélium qui ont recouvert la pycnide, sont unis par des anastomoses et forment, autour de la pycnide, un véritable réseau. Ces filaments jaunissent ensuite.

Une semblable culture sur porte-objet est parsemée de petites pustules qui commencent à jaunir, ce sont les jeunes pycnides (planche XIX, fig. 142).

Elles finissent par se répandre sur toute la culture et atteignent parfois des dimensions considérables (400 ;i^ de diamètre) quand elles reçoivent constamment une nourriture nouvelle

On peut conserver de semblables cultures sur porte-objet pendant des semaines et développer par une nutrition constante, une grande partie des spires nouvelles. Naturellement, par suite du riche développement de mycélium, une partie considérable est supprimée par les nouvelles couches qui se forment au-dessus d'elles.

Ces cultures augmentent facilement par la germination immédiate des spores des pycnides qui se sont formées sur elles. Ainsi, des générations nombreuses peuvent se succéder sur le porte-objet si ton procède avec soin.

En semant les spores des pycnides qui ont été produites sur le porte-objet, j'ai obtenu de nouvelles cultures pures. On pouvait remarquer dans les spores en germination une ou plusieurs globules réfringentes (planche XIX, figure 150), Leur développement correspond exactement à celui des spores produites dans leur milieu naturel. Mais le mycélium était plus embranché et ses filaments plus tordus ; le tout avait généralement un développement plus riche (planche XIX, fig. 151).

Appareil conidien. Sur les bords des cultures vigoureuses apparaissent des filaments droits remplis de plasme dense. Sur les côtés de certaines tiges, des branches latérales pointues se sont développées (planche XIX, fig. 152). Ce sont les conîdiophores non encore décrits, puisque ceux de Perraud sont tout autre chose.

Ils sont d'ordinaire très minces (3—6 a), ils poussent des branches latérales qui, en s'allongeant forment à leurs extrémités des conidies (planche XiX, fig. 153j,j,4,«).

Les branches latérales produisent souvent de fausses verticilles (planche XiX, fig. ISSj). Parmi les conidiophores on en trouve certains dont le bout est arrondi. Sur leurs côtés poussent des cellules ovales, ou piriformes dont j'ai déjà parié précédemment. Dans les cellules ainsi détachées on aperçoit toujours un noyau (planche XiX, fig. 1538, 4). Je n'ai pas pu poursuivre la germination de ces formations.

Vlli. CHAPITRE.

Dégât des grappes.

Différents modes d'infection de la grappe.

En étudiant l'apparition du rot livide sur les grappes de la vigne, j'ai constaté que relativement à l'endroit de l'infection, la maladie se présente de quatre manières:

1 . La maladie peut se présenter sur la pédicelle de la grappe. Le mycélium se répand ensuite dans les tissus de rafle, pénètre dans les pédoncules, s'y développe et parvient même jusque dans les baies qu'il dévaste.

2. Vinfectwn peut atteindre la rafle elle-même, c'est-à-dire une branche latérale de l'inflorescence et se développer à partir de cet endroit aussi bien, que si elle avait pris naissance sur la pédicelle.

3. // peut arriver que les pédoncules soient seuls infectés ; en ce cas, il n'y a que les grains supportés par les pédoncules qui tombent malades.

4. On rencontre une infection à l'endroit où la baie s'articule sur son pédoncule, soit sur F articulation de la baie.

5. Reste l'infection de la baie, quand la maladie n'attaque que le sommet ou les bords du grain. C est P infection des grains proprement dite.

Naturellement on ne saurait suivre rigoureusement cette classification dans tous les cas, parce qu'il se produit parfois une infection composée c'est-à-dire se rapportant à la fois à plusieurs modes.

Cavara^ a déjà fait remarquer que la maladie se présentait ordinairement sur la pédicelle de la grappe et qu'elle pénétrait

* Cavara. Intorno ail disseccamento dei grappoli. p. 15.

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fort rarement par les grains. Prilueux^ n'attache également d'importance qu'à rinfection par la pédicelle. Cest Baccarini* qui le premier a signalé l'importance de l'infection par la cuticule des grains, mais il n'est pas parvenu à montrer le mode de pénétration des tubes germinatifs à Pintérieur,