EI
TABLEAU 7 Voile substitué avec un milieu N/10 en NO:K ajusté à pH — 2,57
(4 groupes de 2 fioles)
PH temps mycelium Azote am. Azote nitrique Te Groupe en en PH monital 7 TT: — sucre heures grammes formé résiduel disparu DS QE lp GE b 0.308 3.68 5.922" 27.60 7.40 a 0.480 4 99 02/0002 774 22572 9 24 Je b 0 405 2.06 4.56 15.61 19.36 a 0.581 5.07 2.00 LOMME 2-57 3 48 rt b 0.636 6.14 52 TECAO7E 56 a 0 518 9.34 4.44 9.60 25.40 2.57 4 72 (l b 0.510 9.47 4.16 8.68 26.32
Dans celte expérience nous voyons disparaître de l’azote nitrique et apparaître de l’azote ammoniacal.
À la 11° heure N/NH3 égale presque N/NO: disparu.
Le milieu se trouve dans la zone acide et le mycélium a peu augmenté de poids.
Plus tard et jusqu’à la 48° heure on voit une grosse disparition de NO'H. Mais il n'apparaît plus d’ammoniaque et bien plus celle qui existait à la 24° heure a semblé diminuer.
L’ammoniaque apparue dans les dernières heures est de lammoniaque de protéolyse. Le milieu se trouve alors dans une zone neutre et même alcaline, le mycélium diminue de poids et on ne retrouve plus de sucre.
L'examen du pH indique une alcalinisation lente entre les 11° et 48° heures, puis brutale à la 72° heure par suite de la protéolyse commençante, avec, sans doute, attaque de la molécule citrique.
Série III. — Aspergillus repens, pH = 3,5.
Mi; je
Obtention du voile sur milieu à la carotte. Substitution après lavage en 24 heures par milieu nitraté habituel ajusté à pH = 3,51.
On utilise 5 groupes de 2 fioles comme dans les expériences précédentes. Le dosage de l’azote nitrique donne une teneur de 35 mmgr. pour 25 cc$.
Les résultats en sont notés sur le tableau 8.
Nous voyons que le champignon augmente nettement de poids.
On note une disparition de l’azote nitrique commençant dès la 11° heure et atteignant 25 mmgr. à la 48° heure.
Remarquons aussi que ’ammoniaque qui atteignait la dose de 4 mmgr. à la 11° heure ne se retrouve plus qu’à la dose de 0.50 mmgr. à la 24° tandis que la disparition de l'ion NO ne fait qu'augmenter pendant le même temps.
TABLEAU 8 Voile substitué avec un milieu N/10 en NOK ajusté à pH — 3,51 (4 groupes de 2 fioles)
PH Temps Mycelium Azote azote nitrique pa Groupe en en PH ammo- :
Lt heures grammes niacal résiduel disparu sucre a 0 331 4.28 3.36 27.40 7.60 301 11 3e b 0.359 4.36 4 16 26.32 8.68 a 0.410 5.206 O 24 16.84 18 16 3.51 2 24 Le b 0.477 5.90 0.56 14 24 20.76 a 0.515 5.90 2.08 13.28 21.72 SA TRRES 48 + LE 0.577 6.58 1.28 9.76 25.24 a 0.503 9.206 3.92 10.16 24.84 93201. 4 72 , 0
po
À la 72° heure, comme dans l’expérience précédente, les conditions changent, du fait de la disparition du sucre. La protéolyse entre en jeu, l’alcalinisation est considérable, et le mycélium diminue de poids.
Série IV. — Aspergillus repens, pH = 4,4.
Obtention du mycélium sur milieu à la carotte. Substitution après lavage en 24 heures, par milieu nitraté habituel ajusté à pH = 4,40.
On utilise toujours 5 groupes de 2 fioles que l’on retire de l’étuve les 12, 24, 48, 84 et 132° heures.
Le titrage de la fiole témoin indique une teneur de 35 mmgr. de N/NO% par 25 cc de milieu.
Les résultats sont relevés sur le tableau 9. Nous y voyons que lutilisation de N/NO% est un peu moins importante que précédemment (maximum 16 mmgr. au lieu de 27 mmgr.).
Nous remarquons, en outre, que la teneur du milieu en N/NH% est très faible, 0,4 mmgr. à 1 mmgr. alors que nous notons une consommation d’azote NO allant jusqu’à 16 mmegr. De ce fait, l’alcalinisation est légère, atteignant seulement pH = 7 à:la 132° heure.
Notons que pour cette série la protéolyse n’atteint faiblement le mycélium qu’à la 132° heure et lorsque tout le sucre est consommé, on voit alors une faible diminution de poids et une alcalinisation légère.
Voile substitué avec un milieu N/10 en NOK ajusté à pH
SH
initia
Temps Mycelium
Groupes en
(5 groupes de 2 fioles).
en
heures grammes
à [SA rt
ot © ai
ot e2 A
Azote
ammo-
niacal
— 4,40 Azote nitrique Ru sucre résiduel disparu 31.40 3.60 ne Do 3.
25.92 6.08 mE 25.40 6.60 21.88 13 12 —- 22.08 12.92 20.00 15.
Série 5. — Aspergillus repens, pH = 6,1.
ajusté à pH = 6,16.
60, 84 et 110° heures.
Obtention du mycélium sur milieu à la carotte. Substitution après lavage en 24 heures par un milieu au nitrate de potassium
Le titrage de la fiole témoin donne une teneur en N/NO: de 35,32 mmgr. pour 25 ccè de milieu.
On uti'ise 5 groupes de 2 fioles retirées de l’étuve les 12, 36,
Tire Les résultats relevés sur le tableau 10 confirment les pré-
cédents.
Il n'apparaît plus que des quantités négligeables d’ammoniaque. Nous sommes dans un milieu de moins en moins acide. La disparition de N/NO% reste importante. Les mycéliums augmentent de poids.
TABLEAU 10 Voile substitué avec un milieu N/19 en NO:K ajusté à pH — 6,16
(5 groupes de 2 fioles).
PH Temps Mycélium Azote azote nitrique re Groupes en en PH ammo- = sucre initial heures poids niacal résiduel utilisé a 0 215 6.05 0.24 33.80 1.52 6.16 1 42 3 b OMS GES 0.24 33.84 1.48 a 0.276 6.00 0.40 27.24 8.08 6.16 2 36 “ 6.16. 3 60 + a 0 368 7.02 0.68 18.08 17.24 6.16 4 84 b 0.419 7.16 0.52 16.70 18.62 a 0.367 7.13 1.28 18.48 16 84 GONE 110 0 b 0.370 TS 1.08 16.48 18.84
L’alcalinisation du milieu se fait lentement, Protéolyse nette à la fin de l’expérience.
Série 6. —— Aspergillus repens, pH = 6,4.
Obtention du mycelium sur milieu à la carotte. Substitution après lavage en 24 heures par un milieu habituel au NOK,
ajusté à pH — 6,40. Le titrage de la fiole témoin montre une présence de 35 mmgr. de N/NO3 par 25 cci.
On utilise 5 groupes de 2 fioles retirées les 12, 36, 60, 84 et 120° heures.
Résultat au tableau 11. Ils sont tout à fait comparables à ceux des séries précédentes. La quantité d’ammoniaque qui apparaît est de plus en plus faible.
Voile substitué avec un milieu N/10 en NOK ajusté à pH — 6,40
(5 groupes de 2 fioles).
P Temps Mycélium Azote am- Azote nitrique ee Groupes en en PH ONU SR EE initial heures grammes en mmgr. te disparu 6.4 l 12 0.215 6.25 0.28 33.68 1232 « 0.178 6.18 0.16 34.60 1.40 « 6.4 Il 36 0.292 6.04 0-24 25.28 NE 7Pe « 0.285 6.05 0 30.224211076 « 6.4 III 60 0.378 5.65 0:24. 20:80 …— 14:20 « 0 360 2.72 0.40 20.64 14.36 « 6.4 IV 84 0.429 735 0.43 16.56 18.44 « 0.442 7.41 0.43 16.52 18.68 « 6.4 V 120 0.385 1092 0.64 15.20 17.80 «
La disparition de l’azote nitrique est toujours importante, mais le phénomène va en se ralentissant avec l’alcalinisation du milieu initial. Lorsque le sucre disparaît tardivement vers la 120° heure la protéolyse commence à libérer de l’ammoniaque ce qui alcalinise le milieu tandis que le mycélium diminue de poids.
Tor DISCUSSION
Les faits que nous venons de mettre en évidence nous paraissent démontrer que le champignon est capable, en présence de sucre, de transformer l’acide nitrique en ammoniaque.
Notons que ces résultats sont surtout la vérification de nombreux travaux antérieurs. Avant nous KLEIN et ses élèves (23), puis SAKAMURA (64 à 68), RiPrEL (55), pour ne citer que les dernières publications, avaient déjà remarqué une consommation de l'ion nitrique.
Mais ces travaux, ainsi que nous l’avons signalé dans un chapitre précédent, ont eu à souffrir des inconvénients dûs à l'emploi de la méthode directe, et dont nous n’avons pas eu à nous occuper dans la série d'expériences que nous présentons, puisque nous avons employé la technique des voiles solides.
Par ailleurs, nous avons fait remarquer plus haut, que les résultats publiés jusqu'ici manquaient de netteté surtout lorsqu’il s’acissait d'expliquer l’utilisation des produits de réduction. (Voir page 61).
L'usage de la technique des voiles solides et l’application de quelques données physico-chimiques vont nous permettre de donner quelques éclaircissements à ce sujet.
Notons, avant tout, que nous avons d’abord vérifié que sur les milieux employés sans azote il n’apparaît pas d’ammoniaque de protéolyse.
Nous pouvons résumer nos expériences de la façon suivante :
En milieu très acide (série n° 1) de pH = 1,61, on observe une transformation faible de l’ion nitrique en ion ammoniacal, mais la quantité d'azote ammoniacal apparue correspond assez bien au poids de l'azote nitrique disparu. On n’observe aucune augmentation de poids du mycélium.
En milieu moyennement acide (expérience effectuée à pH = 2,57) les résultats sont sensiblement du même ordre avec cependant une apparition plus considérable d’ammoniaque, près de 6 milligrammes à la 11° heure.
Par contre, en milieu neutre ou faiblement alcalin (pH = 4,4 et au-delà) il n’apparaît plus que des quantités assez
mA
faibles d’ammoniaque tandis que la consommation de lazote nitrique reste assez grande et que les mycéliums augmentent de poids.
Si nous représentons graphiquement les résultats relatifs à la disparition de l’ion nitrique nous obtenons la courbe suivante:
mill rommes d'N dot au cours (ee 6 chiffre de la 128 de lo culture ——— : uw jh
PH
6 7 16 VSD IS 6164 8 Courbe 4
Le maximum d'absorption de l'ion nitrique est donc dans la zone acide.
On note une opposition très nette entre les expériences effectuées en milieu acide, et celles effectuées en milieu neutre.
Expérimentalement que voit-on ? Considérons les expériences 4 et 9.
Dans les deux cas extrêmes choisis, la quantité d'azote nitrique disparue était importante (de 1,5 à 3 mmgr. environ par 25 cc* pour l’expérience en milieu acide, et de 1,5 à 18 pour l'expérience en milieu neutre ou faiblement alcalin).
L’azote ammoniacale que nous retrouvons provient incontestablement de la transformation de l’azote nitrique.
Or, dans la série acide cette ammoniaque est retrouvée dans le milieu extérieur, tandis que l’on remarque que le mycélium ne croît pas.
Au contraire, en milieu neutre ou alcalin, l’'ammoniaque ne se trouve qu’en quantité infime dans le milieu extérieur tandis que le mycélium augmente de poids.
Quelle explication pouvons-nous en donner ?
L’acide nitrique vient d’être réduit en ammoniaque dans la cellule. Cette ammoniaque y prend un état de dissociation réglée par le pH du protoplasme, légèrement acide d’ailleurs. NH3 se trouve donc en partie à l’état de molécule non ionisée (NH#OH) qui s’hydrolyse en (NH) et (H20). L’ammoniaque sous la forme NH atteint vite une certaine tension intra-cellulaire. Et comme elle est sous une forme très apte à traverser la membrane il se produit une exosmose d’ammoniaque.
Considérons maintenant nos deux cas extrêmes.
