Milieux et méthodes de culture

J'ai pratiqué les cultures en milieux liquides, les seuls qui me permettaient un dosage facile des acides mis en expérience.

J'ai utilisé exclusivement pour la préparation des milieux des produits purs « pour analyse », de POULENC.

La composition de ces milieux a varié avec chaque champignon utilisé ; et je la donnerai au moment de l’étude de chacun d'eux.

L’aliment carboné a toujours été l’acide organique soit seul, soit associé au glucose, La source d’azote a été suivant les cas NO;NH,,

NO:K. ou le glycocolle.

A) Détermination de la concentration en ions H.

J'ai utilisé l’électrode à quinhydrone de BILLMAN avec des vases poreux d’ATEN à diaphragme en alundum ; le liquide de liaison était constitué par une solution de KCI 3,5 N. Les vases poreux d’ATEN constituent le dispositif le plus sûr pour éliminer les potentiels de diffusion sans augmenter sensiblement la résistance de la pile. Mais ils doivent dans ce but, être maintenus dans un état parfait de propreté. Ils étaient traités après chaque expérience par le mélange chromique pendant 24 heures, puis rincés plusieurs fois à l’eau distillée.

L'appareil de mesure était le potentiomètre de POULENC, associé au galvanomètre à spot du même constructeur, comme instrument de Zéro.

Ce dispositif donne des résultats exacts pour une zone allant de PH 1 à pH 10, zone largement suffisante pour mes expériences dans lesquelles le pH est rarement monté au-dessus de 7.

Une précaution importante consiste à ne pas filtrer les liquides dont on veut déterminer le pH. En effet les filtres ordinaires du commerce sont alcalins et peuvent causer des erreurs importantes par excès ; tandis que les filtres à analyse, dits filtres sans cendres, cèdent toujours un peu d’acide et causent des erreurs par défaut.

B) Courbe de neutralisation des milieux.

Bien que le pH ait été pris électriquement avant et après culture. il était commode pour connaître, tout au moins de façon approximative, la réaction des milieux utilisés, d’en déterminer les courbes de neutralisation.

Le milieu, qui ne comporte pas d'effet tampon uniforme, ne doit pas être dilué au cours de cette opération. J’ai donc préparé un milieu double, et 5 cc. de ce milieu ont été amenés à 10 cc. avec un volume connu variable d’alcali ou d’acide titré et de l’eau distillée. Le pH des diverses solutions ainsi obtenues a été mesuré à l’aide de l'échelle colorimétrique de CLARK et LUBS. On construit la courbe de neutralisation en portant en abcisse la quantité de liqueur titrée utilisée et en ordonnée le pH obtenu.

C) Stérilisation des milieux.

Les milieux ont été stérilisés à l’autoclave à 110° pendant 15 minutes. Dans ces conditions ils ne subissaient qu’un changement peu appréciable : à peine y avait-il dans les milieux voisins de la neutralité une légère caramélisation du glucose qui re pouvait nuire à mes expériences.

Je n’ai pas utilisé la méthode préconisée par SAKAMURA (loc. cit.) qui consistait à stériliser séparément les solutions des différents composants du milieu et à les mélanger ensuite aseptiquement en proportions convenables. Ce procédé est en effet malcommode et risque d’amener des déboires par suite de contaminations accidentelles.

D) Les conditions de culture.