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Ainsi qu'il était permis de le supposer j'ai montré que les glandes labiales et maxillaires des Hémiptères aquatiques sont avant tout des glandes venimeuses.
Chez les Coriridæ (y compris Micronecta), le système de glandes tergo-abdominal des larves, se transmet en partie à limago, tandis que l’on sait que chez les Cimicides, les Penta-
(1) Il est à noter que chez Pyrrhocoris qui possède des organes semblables, P. Maven à observé également que la glande 3 est plus petite que les autres; en outre, les trois glandes s'atrophient chez l'insecte adulte.
©) Pour l'étude de ces glan les ch®z les Hémiptères, autres que les aquatiques, voir en particulier: L. Durour (1833), Lanoors (1868), P. Mayer (1874), K. D'Hencu- LAIs (1886-95), Veruoerr (1894), etc.
tomides, ete., il se transforme en un système métathoracique sternal,
5° Les Œnocytes, Eléments sanguins, Corps gras,
‘ LES OŒENOCYTES
Historique. — Les OEnocytes des Insectes ont été observés pour la première fois par FaBre, puis par Sironor et KOLLIKER. Korornerr (1885) les étudie ensuite chez Gryllotalpa et les considère comme étant des éléments du mésenchyme. Mais c’est WieLowieJski (1886) qui, le premier, attira véritablement l’attention des auteurs sur ces cellules particulières, qu'il nomma œæmocytes en raison. de leur coloration. Depuis Wiecowisiskt, ces cellules ont donné lieu à un grand nombre de recherches, tant en ce qui concerne leur origine embryologique, que leur rôle physiologique.
a) Développement. — L'origine hypodermique des œnocytes imaginaux à été établie par GraBer (1891) chez S'enobothrus, par Koscaevnikow (1900) chez l’Abeille, par Rôssi6 (1904) chez RAodites rosæ L., par WaeissexserG (1907) chez Torymus nigricornis Boh. ; enfin par Ch. Pérez (1911) chez Polistes, etc.
Les œænocytes imaginaux peuvent parfois dériver des œnocytes larvaires ainsi que le fait a été constaté chez Lasius flavus (Karawatëw 1898), chez Formica rufa (Ch. Pérez 1902) et chez Galerucella luteola (Poxarkorr 1910). Par contre, chez Calliphora erythrocephala Meig., les œnocytes larvaires disparaissent ; les œnocytes imaginaux n’ont aucun rapport avec eux et sont formés par des cellules embryonnaires situées sous l'hypoderme (Ch. Pérez) (1). D'après Posriecow (1911), les œnocytes larvaires donnent par bourgconnement, au moment des mues et pendant la nymphose, de petits amæbocytes granuleux (chez Ocneria dispar et Vanessa polyehloros; ef F. rufa Ch. Pérez 1902). Puis ces éléments se placent sous l’hypoderme et donnent naissance par une prolifération active amitotique à de
©) Chez les Diptères supérieurs (ef. Simulia) les ænocytes larvaires persisteraient tels que chez les imagos (Vaney 1902)
Yéritables leucocytes; ces cellules correspondraient aux cellules sous-hypodermiques de KarawuEew. Chez Hyponomeu ta padella L., les œnocytes larvaires peuvent se diviser par amitose et bourgeonner des cellules migratrices ; mais ce processus ne donnerait pas naissance aux œnocytes imaginaux. Ces derniers apparaissent pendant la dernière mue larvaire aux dépens de cellules sous-hypodermiques, provenant vraisemblablement de l’hypoderme. Ils se multiplient par clivage et par bourgeonnement (A. Hurnacez 1918).
b) Rôle physiologique. — Le rôle physiologique des ænocytes est toujours très discuté. Lanpois (1865) leur attribue un rôle respiratoire ; Panrez (1898), Koscnevaikow (1900), Benzese (1899- 02), WeissexgerG (1907), N. Hozucrex (190%), Rüssie (1904), SÉMICHON, etc., les considèrént comme des organes excréteurs. BerLese aurait même reconnu la présence d’urates à leur intérieur, pendant le non fonctionnement des tubes de Malpighi, au cours de la métamorphose.
WieLoWiEIski, KowaLevsky (1889), AxGLas (1901), Wicsox P. Ge (1911), Srenoezz (1911-12), Verson (1892-1911-12), Hur- NAGeL, les considèrent simplement comme des cellules glandulaires. Parmi les hypothèses émises, Venson et Scauze (1913) pensent que la sécrétion serait en rapport avec les mues et Ia métamorphose. Srexpezz, Wicson et Axcras leur attribuent un rôle dans l'élaboration des produits destinés, soit à la nutrition des tissus en général, soit à la désintégration des cellules larvaires appelées à disparaitre pendant la métamorphose (Iyocytose d'ANGLAS) (!).
Malgré toutes ces recherches Ch. Pérez (1911), Wicsow, P. Gee (1911), Srenoezz (1912), reconnaissent que le rôle des œnocytes était encore à trouver Or, Ch. Hoccanpe (1914-15) ayant entrepris une étude comparée des œnocytes chez un certain nombre d’Insectes, les Hémiptères exceptés, conclut que ce sont des éléments formateurs de cire (d'où le nom de cérédocytes qu'il leur a donné). Cette cire, avec le glycogène
| (:) Les œnocytes des Insectes ont donné lieu à un grand nombre d'observations ; aussi cette bibliographie est forcément incomplète. On consultera avec profit les mémoires de Cæ Pérez (1902-1911) sur les Fourmis et les Guèpes: de WerssexserG (1907) ;: de Srexpeuz (1912); enfin de Ou. HouLanpr (1914-15), où la bibliographie sur les œænocytes est tour à tour exposée,
que ces cellules peuvent renfermer également, servirait de substances de réserves. De plus, grâce à leur provision de cire, les ænocytes constitueraient surtout, d’après cet auteur, des accumulateurs d’eau.
D'après ce qui précède nous voyons donc que si l’on est assez bien renseigné sur le développement des œnocytes et sur leur évolution chez beaucoup d’'Insectes, les opinions des auteurs sont par contre fort divergentes en ce qui concerne leur rôle physiologique. On peut même se demander si ce rôle est le même chez tous les Insectes. D'autre part, ces curieuses cellules n’ont pas encore, à ma connaissance, été étudiées chez Les Hémiptères aquatiques. Toutes ces considérations m'ont conduit à en faire une étude comparée dans ce groupe d’Insectes.
Les ænocytes chez les Hémiptères aquatiques.
a) Cryptocérates. — Type Notonecta. — Sur une coupe d'embryon fixé quelques jours avant l’éclosion, en observe çà et là, parmi les cellules hypodermiques, des éléments (fig. 1, o, pl. VD, à cytoplasme plus acidophile et à noyaux plus volumineux, qui se différencient des cellules hypodermiques avoisinantes : ce sont de futurs œnocytes. Ces œnocytes se pédonculisent (fig. 2, 0, pl. VI) et peuvent perdre ensuite tout rapport avec l’hypoderme. Cette différenciation des cellules hypodermiques embryonnaires en œnocytes se produit métamériquement, mais non forcément au voisinage des stigmates. Ce processus de différenciation s'observe encore chez les jeunes larves nouvellement écloses ; à ce stade, les premiers éléments formés sont déjà de grosses cellules de 15 à 25 &, possédant un noyau sphérique de 10 à 12, riche en granulations chromatiques et présentant généralement un seul nucléole.
Ce mode de formation des œænocytes change au cours du développement post-embryonnaire. On n’observe plus alors de différenciation directe aux dépens de cellules hypodermiques. Ce sont de petites cellules sous-hypodermiques, issues vraisemblablement de l'hypoderme, qui donnent naissance aux nouveaux œnocytes. Ceux-ci restent accolés à l'hypoderme par
leur base tandis que leur région antérieure fait largement saillie dans la cavité générale. La réunion de plusieurs ænocytes, ainsi développés, simule une glande tégumentaire.
IL existe encore un autre mode de formation, mais moins fréquent que le précédent. Au voisinage d'une mue, on remarque que le noyau de certains œnocytes s'allonge (fig. 5 et 6, pl. VI), prend une forme irrégulière, émet des protubérances qui s'isolent, émigrent à la périphérie de l'élément puis, s’entourant de cytoplasme, se détachent en donnant ainsi naissance à de nouveaux petits œnocytes. La division multiple est très inégale et doit être interprétée comme un phénomène de bour-geonnement. Si le petit œnocyte est englobé par du tissu graisseux, il se développera sur place ; sinon il sera entrainé par le sang dans une autre partie du corps. Cette multiplication par bourgeonnement n’est jamais très active chez les Cryptocérates. De plus, chez les Nepidæ, Notonectidæ et Coriridæ les ænocytes restent de préférence cantonnés dans l'abdomen; par contre, chez les Naucoridæ les éléments, nés par bourgeonnement, peuvent émigrer jusque dans le thorax. où ils s'observent englobés dans des lames de tissus graisseux.
b) Gymnocérates. — Type Gerris. — Les œnocytes présentent une différenciation primitive semblable à ce qui vient d’être décrit chez Notonecta. Mais au lieu de demeurer groupés en masses au voisinage de l’hypoderme, ils s’en détachent rapidement et émigrent dans la cavité générale de la larve, où l’on en observe de libres dès l’éclosion. En outre ils sont très abondants. Pendant toute la vie larvaire il s’en forme de nouveaux, d’une part aux dépens de cellules sous-hypodermiques, d'autre part suivant le processus de bourgeonnement précédemment décrit. Mais, chez les Gymnocérates aquatiques, cette multiplication est particulièrement active et remarquable. Elle donne naissance, en effet, à de petits éléments à cytoplasme granuleux et franchement acidophile qui, entraïnés par le sang, peuvent être pris pour des leucocytes : je les nomme « ænocytes leucocytoïdes ». Un œil exercé parvient cependant à les différencier des amibocytes vrais, grâce à leur contour plus sphérique, à l’acidophilie plus marquée du eytoplasme, enfin à la présence d'un nucléole plus volumineux.
La distribution des Ͼnocvtes dans le corps des Gerris et
Velia est curieuse ; ils sont aussi abondants dans le thorax que dans l’abdomen. Toutes les bandes de corps gras en sont littéralement farcies. Ils sont aussi nombreux dans le tissu graisseux englobant les muscles alaires en histogénèse, que dans celui entourant les glandes génitales. Cette abondance des œnocytes chez les Gerridæ est très vraisemblablement en rapport avec l’active formation des petits « ænocytes leucocytoïdes » qui, entrainés par le sang dans toutes les parties du corps, sont englobés secondairement par du tissu graisseux (1). Le grand nombre des œnocytes ne les empêche pas, du reste, d'acquérir une taille importante. C'est ainsi que chez un imago de L. gibbifera, par exemple, certains mesurent de 90 à 100 x avec un noyau de 30 à 35 u.
Histologie de l'œnocyte des Hémiptères aquatiques.
C'est une grosse cellule à cytoplasme finement granuleux et généralement bourré de très petites vacuoles. Mais cette structure, facile à observer sur le frais, est rarement conservée dans les préparations microscopiques, par suite des difficultés que présente la fixation de ces éléments. L'homogénéité du cytoplasme parait mettre obstacle, la plupart du temps, à la pénétration rapide du liquide fixateur.
Généralement uninucléé, l’'œnocyte est parfois binucléé chez les imagos âgés. La chromatine nucléaire est finement granuleuse, pulvérisée et non disposée en réseau (fig. 3, pl. VD); il peut exister un, deux, ou même trois nucléoles. La forme de ceux-c1 est très plastique, surtout chez Gerris ; ils peuvent parfois s’étirer sous forme d’un long cordon (fig. 3, pl. VD).
La fixation par les méthodes de R£caup où d’Azrmann permet de bien mettre en évidence un chondriome. Celui-ci, dans les préparations les plus complètes, se laisse décomposer (fig. 4, pl. VI) : 1° en chondriomites très fines ; 2° en granulations primaires ; 3° en granulations secondaires ; 4° en plages plus ou
(t) Une semblable répartition des œænocytes a été remarquée par L. Mercier chez les larves d'Aplerina pedestris Meig. où l’on en observe jusque dans les pattes. De même M Kozcuanx (1908) dit en avoir rencontré en abondance dans le sang d’Aeshna (larve), de Blatta orientalis L., de Truxalis sp., etc.
moins régulières formées manifestement par l'association de granulations des types précédents.
Quoique contenant de l'acide acétique en abondance, acide qui d'après Misawsky détruirait le chondriome, la surfixation aux liquides de Bouin (alcooliques ou non), suivie d’une coloration convenable à l'hématoxyline au fer, m'a parfois permis d'obtenir la mise en évidence d'images chondriosomiques analogues. La durée de la fixation, pour mettre en évidence le chondriome, importerait donc souvent davantage que la nature du liquide fixateur (cf. A. Prexanr).
Certaines préparations d'œnocytes (fig. 3, pl. VI) montrent de nombreuses vacuoles à l'intérieur du cytoplasme. Deux hypothèses me semblent devoir être retenues en vue d'expliquer la présence de ces vacuoles : ou bien elles prennent naissance par suite de la dissolution de certaines substances au cours des manipulations (— substances lipoïdes correspondant peut-être aux plages précédemment signalées) ; ou bien elles résultent d’artefacts (phénomènes de rétraction). Ces deux hypothèses me semblent également plausibles; mais, dans une préparation, il est souvent difficile d'attribuer à l’une plutôt qu'à l’autre de ces causes, la formation d’une vacuole.
Physiologie de l'œnocyte des Hémiptères aquatiques.
En plus des caractères cytologiques que je viens de décrire, il est encore possible d'observer dans les œnocytes des Hémiptères aquatiques, soit des granulations pigmentaires, soit des cristalloïdes.
a) Granulations pigmentaires. — La couleur de ces granulations est jaune verdâtre chez les Notonectidæ et Corixidæ adultes ; verte chez les Naucoridæ adultes etles larves des Notonectidæ (en particulier N. viridis) ; jaune-brunâtre chez les Nepideæ et les Gerridæ. Horzanoe (op. cit.), qui a observé des granulations semblables dans les œnocvytes d’autres Insectes, admet qu'elles sont constituées d'un substratum de lipoïdes imprégné de pigment. Ces grains pigmentés sont surtout abondants dans les œnocytes des Nepidæ et des Gerridæ (fig. 14-15, pl. IX); mais, tandis que leur contour est très irrégulier chez Nepa, 1l est presque arrondi chez Gerris. HozraNdE à remarqué que
la formation des grains pigmentés dans les œnocytes est en rapport avec une déshydratation ; le jeûne, les périodes de ponte, etc., seraient également des causes déterminantes de leur apparition. Au contraire, une nourriture abondante et riche en eau les ferait disparaitre ; l’auteur en conclut que la présence des grains pigmentés marque simplement un arrêt dans le fonctionnement de la cellule. Observant des faits semblables, Sémicaon y voit, au contraire, des processus d’excrétion.
Mes recherches sur les Nèpes, Notonectes, Gerris m'ont permis de constater que, chez ces Insectes, la formation des grains pigmentés doit plutôt être considérée comme un indice du métabolisme normal de l’œnocyte. Ils se constituent aussi bien, en effet, pendant les périodes d'alimentation active, que pendant les périodes de jeûne (hibernation par exemple) ; seulement dans le premier cas ils se forment rapidement et disparaissent souvent de même; tandis que, dans le second cas, ils s'édifient lentement et persistent beaucoup plus longtemps. Quoi qu'il en soit, l'observation attentive d’un œnocyte imaginal, permet presque toujours de déceler la présence, soit de pigment disposé sous formes de petites granulations réparties uniformément dans tout le cytoplasme (cas fréquent chez Gerris), soit de plages plus ou moins régulières (cas fréquent chez Nepa). Vers la fin de la vie de l'Hémiptère, l’intensité du métabolisme cellulaire décroit et l’œnocyte se charge alors souvent de nombreuses granulations pigmentées qui persistent. Avec Koscaevnikow je regarde ce fait comme un indice de vieillesse (").
Les granulations pigmentées des œnocytes des Hémiptères aquatiques se dissolvent lentement dans Le sérum physiologique et dans l’eau. J'ai constaté que chez Gerris et Nepa les grosses granulations, en se dissolvant, laissaient à leur place une vacuole. On peut donc déjà être conduit à supposer, que ces masses pigementées représentent des stades d'élaboration de substances, qui pourront être mises tôt ou tard en liberté dans le sang, par dissolution.
(9) Si l'on tente alors la réaction des peroxydases l'on constate que le cytoplasme de l’œnocyte en est littéralement bourré, tandis que chez les jeunes imagos dont les œnocytes ne renferment que peu de grains pigmentaires, la nous ne décèle ordinairement l'existence que de fines granulations peroxy- (ASITUES,
ÉTUDE DES HÉMIPTÈRES AQUATIQUES 14l
À côté de ces grains pigmentés, il est fréquent d'observer quelques fines vacuoles de graisses, noircissant franchement par l'acide osmique, ainsi que quelques granulations de glycogène.
b) Cristalloïdes. — La présence de cristaux, dans les œnocytes des Insectes, a été signalée depuislongtemps déjà parles auteurs. Benuese, entre autres, dit avoir observé des urates, dans ces cellules, au cours de la métamorphose. Mais, c’est HoLLaNDE qui à surtout fait une étude minutieuse des cristaux des œnocytes chez différents Insectes. Cet auteur a admis que ces formations sont en général des cristaux de cire et que l'élaboration de cette cire serait l’un des rôles principaux de l'œnocyte, d’où le nom de « cérédocytes » qu'il a proposé, pour désigner ces éléments.
Je n'ai jamais observé de traces d'urates dans les œnocytes des Hémiptères aquatiques ; les réactions microchimiques classiques des bases puriques (J. Courmontr et Cn. ANDRE ; DE C. Cracco), tentées maintes fois, ont toujours été négatives. De plus, il est très rare de trouver des cristaux dans fig. VIL — L. gibbifera les œnocytes de ces Insectes. Cepen- (5° stade). OEnocyle avec dant, j'en ai observé quelquefois vers CE De MOMENT la fin du cinquième stade larvaire, hs c’est-à-dire au voisinage de la mue imaginale ; leur apparition coïncide donc avec un arrêt temporaire du métabolisme de l’ænocyte, arrêt qui doit déterminer la cristallisation de certaines substances élaborées par l'élément. Ces cristaux sont-ils constitués par de la cire chez les Hémiptères aquatiques ? Etant donné leur rareté je n'ai pu encore effectuer les réactions microchimiques nécessaires pour trancher nettement ce point.
Chez Notonecta ces cristaux se présentent sous l'aspect de minuscules filaments ondulés ; chez Gerris ils ont la forme de longues baguettes parfaitement rectilignes et paraissent ètre contenus dans des vacuoles (fig. VIT). La forme de ces cristaux rappelle beaucoup celle des cristaux d'acides gras. J'ai pu vérifier qu'ils se coloraient légèrement par l'acide osmique
ainsi que par Le Scharlach R en dissolution dans l'alcool à 90°. De plus, sur des pièces (fixées au picro-formol alcoolique où l'acide acétique est remplacé par un ou deux centimètres cubes de AzO'H), incluses à la paraffine et montées dans le baume du canada au xylol, ces cristaux peuvent être parfois conservés (fig. VID. Ils ne sont donc pas toujours (uniquement tout au moins) composés de cire : car, s'il en était ainsi, la déshydratation au xylol devrait les faire disparaitre.
En résumé le rôle fondamental des œnocytes des Hémiptères aquatiques ne parait pas être l'élaboration de cire. Aussi, afin d'étudier d’une façon plus approfondie la physiologie de ces éléments, dans ce groupe d'’Insectes, j'ai eu recours aux colorants vitaux employés soit sous forme d’injections, soit mélangés à la nourriture.
dre exp. NÈPE ADULTE
a) Ingection de Carmin soluble. — 24 heures après l'injeclion, l'on constale que le carmin est éliminé par les néphrocyles péricardiaux, disposés en six paires d'amas (L. Bronrz 1904) (!), ainsi que par certains leucocytes parliculièrement abondants au voisinage et à l'intérieur des organes trachéa-parenchymateux. En aucun cas je n'ai observé la présence de carmin à l’intérieur des œnocyles, même deux mois après l'injection.
b) Znjection de Garmin d'Indigo. — L'élimination de cette substance par les tubes de Malpighi est, comme lon sait, extrêmement rapide. Je n'en ai jamais observé à l'intérieur des œnocytes; mais il est possible que le colorant s'y trouve à l'état de leuco-dérivé. Il est curieux, en effet, de retrouver le colorant en petite quantité dans les tubes de Malpighi, quelques jours même après une injection. D'autre part, si on prélève les œnocytles incolores d'une Nèpe injeclée, on constale qu'ils peuvent prendre parfois une teinte diffuse d'indigo (réoxydation ?), au bout de quelque temps. Le colorant adsorbé par les œnocyles ne serait-il pas rejelé progressivement par ceux-ei et repris par les Lubes de Malpighi? Les œnocytes, au moment de l'injection, joueraient ainsi un rôle d'organe accumulateur.
c) Znjection de Neutralroth. — Ce colorant est adsorbé par les œnocytes el par les cellules adipeuses. Mais, tandis que dans les cellules du corps gras on l'observe sous forme de petites vacuoles rouges, dans les œænocytes il se présente sous l'aspect de fines granulations vacuoliformes d'un jauneorangé ; il se fixe parfois sur les gros grains pigmentés préexistants.
d) Znjection de bleu de méthylène. — Le colorant est activement éliminé par les tubes de Malpighi. Afin d'étudier de plus près les différents processus de cette élimination, j'ai insolubilisé le bleu dans les cellules à l’aide du
f} Contribution à l'étude de l'excrétion. Arch. Biol. t, XX, p. 353,
Bouin molybdé, suivant la méthode récemment préconisée par J. Turcruni (1922-23) (1). Les coupes ont ensuite été colorées par la safranine. J'ai ainsi constaté que le bleu se fixe activement sur le chondriome des cellules malpighiennes (fig. 10, pl. IX). A la base des cellules on remarque l'existence de grêles chondriocontes ; vers le milieu, on observe des granulalions mitochondriales et enfin au sommet, des vésicules. Le bleu traverse la brosse par dialyse. Au cours des processus d'élimination, les chondriocontes basaux paraissent bien s'égrener par leur extrémité apicale et l’ensemble du phénomène présente beaucoup d’analogie avec les processus décrits par J. Tur- Cuir (loc. cif.), dans le rein des Balraciens et des Mammifères.
Eu ce qui concerne les œnocytes, il est curieux de constater que le bleu s'y observe sous forme de petites sphérules, très analogues aux granulations mitochondriales des cellules malpighiennes (?). |
Etant donné qu’il m'était possible, grâce au Bouin molybdé, de suivre les différents stades du passage du bleu dans les cellules, j'ai poursuivi mes expériences, sur les autres Hémiptères aquatiques, avec ce colorant seulement.
Le bleu de méthylène est employé depuis lontemps par les auteurs pour l'étude de l’excrétion. C’est ainsi que L. CGuéxor commence à partir de 1892, avec ce colorant, toute une série d'expériences analogues à celles de Kowazewsky (1889). IL constate que le bleu de méthylène se dépose sous forme de grains, dans les cellules les plus diverses. Gazeorri (1894) remarque que, dans une cellule vivante, seuls les grains de sécrétion se colorent. J. Voisix et I. Hauser (1897) observent que le bleu est éliminé à l’état de leuco-dérivé : ce serait là, la forme circulante du colorant dans l'organisme (Kowazewsky, Ertica 1885, Hors- LEY, MüLzer 1899, Turcaint 1922). Au niveau de certains organes, ou de certains corps, il y aurait oxydation du leuco-dérivé et, par conséquent, réapparition de la couleur bleue.
Mes observations sur les Hémiptères aquatiques, m'ont permis de constater que l'élimination du bleu présente certaines variantes suivant les genres étudiés. C'est ainsi que chez Notonectä et Naucoris, outre une élimination active du colorant par les tubes de Malpighi, on observe encore son dépôt en abon-
{!) Sol. aq. d'ac. picrique : 60 ; formol à 40 °/,: 20; sol. ag. sat. de molybdate d'ammoniaque : 20. ;
(2) Je signale simplement l'élimination du bleu de méthylène par l'intestin moyen (surtout région postérieure) qui est également très active. On sait, en eflet, que l'intestin joue un grand rôle dans l’excrétion ; c’est ainsi que le fer, le calcium, sont presque exclusivement éliminés par cette voie.
dance sous forme de petites vacuoles, dans le lobe adipeux des glandes salivaires, de même que dans toutes les cellules du corps gras. Par contre, la majorité des œnocytes ne renferme aucune trace de bleu, qu'il y existe de granulations pigmentaires ou non (!). De plus, les œnocytes qui renferment des traces du colorant ne présentent que quelques grains bleus. Il faut done admettre, soit que les œnocytes de ces Hémiptères n'adsorbent pas en général le colorant, soit que ce dernier s'y trouve à l'état de leuco-dérivé. Notons que les œnocytes prélevés, ne bleuissent pas après leur mort, ce qui élimine la seconde hypothèse.
Chez les Gerris, au contraire, l'adsorption du bleu de méthylène par les œnocytes est toujours intense et remarquable et, fait curieux, le colorant ne se dépose pas dans les cellules du corps gras (contra Notonecta et Naucoris). Etant donné l'affinité particulière que présentent les œnocytes des Gerris pour le bleu de méthylène, j'ai pu faire, sur ces Hémiptères, des expériences plus approfondies, en vue d'étudier la fixation du colorant par ces éléments. Afin d'éviter de léser les insectes, et désireux d'autre part d'opérer plus physiologiquemeut qu'on ne peut le faire par la méthode des injections physiologiques, j'ai nourri des Gerris avec de grosses Mouches préalablement injectées de bleu. Pour rendre les manipulations plus aisées j'ai opéré sur de grosses espèces : 1. paludum et H. najas. Voici, pour H. najas, la marche de l'expérience :
Des individus nourris avec des Mouches injectées, ont commencé à eliminer du bleu, par leurs tubes de Malpighi, au bout de neuf jours ; mais ce nest que le treizième jour, de la mise en expérience, que j'ai observé, pour la première fois, des traces du colorant dans les œnocytes. Au bout du quinzième jour les préparations à frais d'œnocytes montrent (fig. 2, pl. IX), dans chacun de ces éléments, de nombreuses petites vacuoles granuliformes bleues ; celles-ci rappellent les images mitochondriales des cellules malpighiennes. La fixation du bleu, par les œnocytes, se fait donc suivant les mêmes processus que chez Vepa. Dans les œnocytes où préexistent de grosses granulations pigmentaires (fig. 15, pl. IX), celles-ci ne se colorent pas. Grâce à
(*) Pour que ces expériences soient bien concluantes, il est absolument néces saire que les Insectes traités continuent à mener une vie aussi active qu'avant l'injection. Tout exemplaire présentant des signes quelconques de non vitalité doit être écarté.
son piqueté bleuâtre chaque œnocyte, dans ces préparations, se détache d'une façon remarquable sur le fond jaunâtre des cellules grasses, qui ne renferment aucune trace de bleu. Je rappelle à nouveau que lensemble du processus de fixation du bleu, en ce qui concerne le complexe cellules grasses el œnocytes, est par conséquent inverse de ce que j'ai décrit chez Notonecta et.Naucoris.
Afin de me rendre compte de l’évolution ultérieure des granulations bleues
des œnocytes, j'ai poursuivi mes recherches après le quinzième jour de la mise en expérience. Jai ainsi constaté, au dix-seplième jour, à côté de petites granulations bleues, la présence de granulations plus volumineuses et d'une teinte verdâtre (fig. 4, g?, pl. IX); puis, au vingtième jour on observe, en plus, de grosses granulalions 9% franchement jaunes, qui ne sont autres que les masses pigmentaires déjà signalées.
D'après ces observations, et étant donné d'autre part ce que nous savons sur les processus d'élimination du bleu observés dans les cellules malpighiennes, il me parait possible d'expliquer la genèse des grains pigmentés des œnocytes chez Gerris : le chondriome (mitochondries) de ces éléments, fixe tout d’abord le bleu de méthylène qui a été adsorbé par la cellule à l’état de leuco-dérivé (c’est-à-dire réduit) ; celui-ci doit être ensuite énergiquement oxydé au-niveau des mitochondries et sa couleur réapparaît {‘). Cette manière de voir a du reste déjà été formulée en d'autres cas. C’est ainsi que pour Fiscaur, Herbenaaix (1907), il existe une véritable combinaison chimique entre le coloré et le colorant et qu'Hgrnenaaix admet que le colorant vital, à l’état de leuco-dérivé dans le cytoplasme, n’est rendu visible qu'aux points où 1l est réoxydé. Or, Fauré-FRémier, MAYER, SCHAEFFER (1909) ont précisément accordé aux mitochondries une fonction oxydante ; aussi, il me parait logique de considérer les petits grains g' des œænocytes comme des mitochondries, d'autant plus que la coloration vitale du chondriome ainsi obtenue est, en général, superposable aux images fournies par les méthodes mitochondriales (fig. 4, pl. VD. Les grains g° résulteraient de la différenciation et de l’évolution des grains g', dont les propriétés oxydantes ont décru, d'où la teinte verdâtre qu'ils présentent. Enfin, les masses 4° représenteraient le terme ultime de l’évolution ; elles sont généralement constituées, en effet, par l’association de plusieurs granulations secondaires et
() Le Vert Janus réduit (couleur jaunâtre) est adsorbé par les œnocytes de Gerris sous forme de granulations d’un rouge vif (réoxydation).
elles ont perdu tout pouvoir oxydant. Quel est Le sort ultérieur de ces masses? J'ai précédemment signalé qu’elles se dissolvaient dans le sérum physiologique et dans l’eau; il est donc vaisemblable qu'à la fin de leur évolution, elles subissent une fonte et sont rejetées dans le sang.
Le rôle du chondriome dans la fixation du bleu de méthylène, chez Gerris, n’est pas purement passif. Il est à noter que l'essai de coloration à frais du chondriome, d’œnocytes prélevés, est la plupart du temps négatif (!). On obtient tout d’abord une coloration diffuse du cytoplasme, suivie bientôt de la coloration du noyau, mais sans mise en évidence de grains. La cellule est morte, elle ne fixe plus le bleu (voir L. Bruxrz 1910. Ann. Sc. Nat. Zool., t. 12, p. 275). Aussi, contrairement à Hor- LANDE, on ne saurait regarder le processus précédemment décrit comme un simple phénomène de dissolution d'une substance (bleu), dans une autre substance capable de la dissoudre (mitochondrie). Il faut encore que l'élément cellulaire soit bien vivant pour que le processus de fixation s'effectue.
Comment s'expliquer maintenant la présence du pigment imprégnant les granulations des œnocytes et parfois l’œnocyte lui-même ? HoLLanne admet que ce pigment est un lipochrome (du groupe des carotinoïdes), et qu’il provient probablement des pigments contenus dans les aliments absorbés. De même, Pan- TEL (1919) a montré que si l’on nourrit des Phasmes avec des feuilles vertes, leurs cellules péricardiales deviennent généralement vertes ; chez les exemplaires nourris de feuilles pourpres, ces mêmes cellules deviennent fréquemment d'un brun violacé. Or, le pigment ainsi fixé et retiré du sang se dépose de préférence sur les boules de sécrétion, jaunes où brunàtres, contenues dans ces cellules. Il est donc permis de voir, sinon une analogie entre les boules des cellules péricardiales fixant les pigments alimentaires et les granulations des œno-
{‘) La coloration des mitochondries (granula, chondriomites, chondrio-ontes) par les colorants vitaux à été réalisée par La Varerre Samnr GeonGe (1867) (violet dablia) ; Micuagzis (1900) (bleu de méthylène, rouge neutre, vert janus) ; Crawry (1911) (surtout bleu de méthylène) ; HexneGuy (1904) (violet dahlia) ; Fauré-Frémier (1912) (bleu de méthylène, brillant-crésÿl bleu, bleu-nil, brun bismarck, surtout violet dablia) ; Lacuesss 4912) (vert janus, électivité inconstante) ; Cozrin (1913) (bleu de méthylène); Gurzursrmono (1917) (vert janus, violet dahlia) ; Tuncminr (1922) (bleu de méthylène:.
cytes fixant également du pigment contenu dans le sang, tout au moins une similitude de processus. Si l'on reconnait une fonction excrétrice aux cellules péricardiales (rein acide), on peut reconnaitre aux œnocytes un rôle excréteur, envers certaines substances. Aussi, certaines des granulations pigmentées de ces éléments, pourraient être considérées comme des produits de désassimilation élaborés par l’œnocyte, puis rejetés dans le sang après transformation, et éliminés définitivement par les tubes de Malpighi.
Evolution des œnocytes au cours de la vie de l’Hémiptère. — Pendant le développement larvaire l’œnocyte, une fois différencié, s'accroit progressivement jusqu’à la mue imaginale. Cet accroissement n'est cependant pas absolument continu. C'est ainsi qu'au voisinage d’une mue il est gonflé, présente un contour régulièrement arrondi et renferme un grand nombre de petites vacuoles, bien visibles, dans son cytoplasme. C’est encore à ce moment que l’on observe le maximum de sphérules de graisses et de grains de glycogène à l’intérieur du eytoplasme. Au contraire, quelque temps après une mue, on remarque que le cytoplasme de l’œnocyte est devenu homogène, opaque, et que l'élément a subi une sorte de rétraction sur luimême. Les inclusions, en général, ont complètement disparu. Cependant, au bout de quelques jours d’une alimentation active il reprend l’aspect qu'il avait avant la mue.
Chez les Hémiptères aquatiques les œnocytes larvaires passent à l’imago et les modifications de structure, précédemment décrites, peuvent encore être observées chez l'insecte adulte, au moment des périodes de pontes ou de jeùne (hibernation). Au cours de la vie imaginale il se forme de nouveaux ænocytes aux dépens d'éléments sous-hypodermiques.
Mouvement. — L'amæboïsme des œnocytes a été nié par certains auteurs et admis par d'autres. Mes observations ne m'ont jamais permis de constater des indices de mouvement chez ces éléments. Les œnocytes, ayant pris naissance par bourgeonnement, peuvent être véhiculés par le sang entre des organes et déformés par pression ; mais, cette déformation accidentelle ne doit pas être attribuée à un mouvement amæboïde.
Des recherches précédentes sur les œnocytes des Hémiptères aquatiques il est possible, à mon avis, de dégager les conclusions suivantes :
[. Quoique les ænocytes des Hémiptères aquatiques ne renferment jamais de cristaux d'urates, et qu'ils n’éliminent pas le carminate d’ammoniaque, je crois que l’on ne doit pas leur refuser tout rôle excréteur vis-à-vis de certaines substances. En retirant rapidement du sang le bleu de méthylène, le rouge neutre, le pigment, ils viennent incontestablement en aide aux organes excréteurs normaux (tubes de Malpighi, cellules péricardiales).
Le bleu de méthylène, entre autres, marque son passage en colorant le chondriome, et cette fixation du bleu n’est pas simplement passive, ainsi que le prouvent Les essais négatifs de coloration à frais des mitochondries sur des œnocytes prélevés et placés entre lame et lamelle.
IT. Le fait que, chez Gerris, les œnocytes fixent activement le bleu de méthylène (1), ne par la voie intestinale, et qu'ils augmentent rapidement de volume à la suite d’une Sonst. tion intensive, montre nettement leur remarquable pouvoir adsorbant (cf. HozLanps).
III. La présence de sphérules de graisses et de granulations de glycogène, après une période d'alimentation active, met en évidence leur rôle d'organes de réserves.
IV. L'affinité des œnocytes vis-à-vis du bleu de méthylène est susceptible de varier suivant les genres étudiés (non adsorption du bleu en général par les œænocytes chez Notonecta et Naucoris). Chez les espèces, dont les œnocytes ne fixent pas le bleu, celui-ci est absorbé par les cellules grasses ; ce fait implique une relation curieuse entre ces deux sortes de cellules, dont l’une peut se substituer à l’autre pour remplir une certaine fonction (?). Cette constatation permet d'expliquer pourquoi, GRaBer, puis Koscaenixow (1900) en opérant avec une seule subslance (perchlorure de fer) et sur une seule espèce d’Insecte
(1) La fixation du bleu de méthylène par les œnocytes de certains Hémiptères est à rapprocher des observalions de Pantel sur le Thrixion, de N. HormGREN sur Apion, de Hollande sur différents Insectes, etc.
@) I me paraît intéressant dé rappeler que, d'après L. Cuénor (1896, p. 328), les œænocytes des Orthoptères n’absorbent aucune substance colorante injectée.
(Abeille), ont nié tout pouvoir d'absorption aux œnocytes. En effet, le perchlorure de fer, introduit avec la nourriture, est adsorbé par le tissu graisseux et non par les œnocytes.
V. L'étude de l’évolution des grains de sécrétion primitifs (mitochondries), jusqu'au stade de grosses granulations, montre que les œnocytes sont capables de transformer ou d'élaborer aux dépens de substances absorbées, certains produits qui sont ensuite remis en circulation dans le sang. J’ai montré, de plus, que les cristalloïdes que l’on peut observer dans les ænocytes des Hémiptères aquatiques, ne présentent pas une composition chimique certaine, permettant de les considérer comme des cristaux de cire.
VI. La présence d'œnocytes chez la larve, et leur persistance en aussi grand nombre chez l’imago, ne permet pas, contraireinent à certains auteurs, de considérer les œnocytes comme des éléments exclusivement en rapport avec le phénomène de la mue (cf. HoLLanDe).
VIT. Les considérations précédentes nous permettent d’envisager les œnocytes, comme des cellules régulatrices de l'organisme, contribuant à maintenir constantes les conditions physico-chimiques du milieu intérieur de l’Insecte.
