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durée de leur infection quoiqu'assez courte est, en moyenne, supérieure à celle des souris et permet un peu plus d’élasticité dans la chronologie des interventions expérimentales. D'autre part leur docilité relative et leur volume les rend beaucoup plus maniables (1). De plus les dimensions du rat permettent de lui administrer, par voie sous-Cutanée, jusqu’à 5 cc. de liquide et plus (au lieu de 1 ou 2 cc. chez la souris) ce qui permet de mieux doser le traitement.

Considérations sur la nécessité de l’emploi

d'un matériel vivant

Des réserves s'imposent sur l'emploi forcé, dans l'étude des Hémoparasites tels que les Trypanosomes, de milieux de culture vivants (car c’est à cela que se résume le rôle des animaux de laboratoire employés).

Nous avons vu l'influence de l'espèce animale à laquelle appartient l'hôte, sur le comportement du parasite qui lui est confié. Mais 1l faut tenir compte d'une foule de facteurs individuels (âge ,poids, santé initiale) et contingents (alimentation, température extérieure,

(1) A ce propos nous nous élevons, pour les expériences du genre des nôtres contre l'emploi de pinces et autres appareils de contension sur les rats blancs et souris blanches. Ces instruments, en effet, font souffrir les animaux plus que le traitement qui est le prétexte à leur emploi, Ils rendent méchants et inabordables des rats blancs à moitié apprivoisés. Au contraire des rats doux le sont restés malgré des piqûres souscutanées et des sections caudales répétées, simplement exécutées à l’aide d’un enroulement dans une étoffe épaisse et souple, avec légère compression par un aide ou la main gauche de l'opérateur. Des rats reçus méchants se sont même apprivoisés malgré ce traitement. Notons que nous avons manié au cours de cette année, sans autre précaution, plus de cent rongeurs, sans être jamais mordu.

etc...) dont l'importance relative n’est pas bien établie, mais qui doivent partiellement déterminer la sensibilité de l'animal au parasite et fausser l'évaluation de la virulence de ce dernier.

C'est ainsi que THoMaAs et BREINL (1905) ont remarqué que chez un animal trypanosomié, les parasites sont plus rares dans les régions nécrosées, infectées de bactéries. Ils ont donc cherché à intervenir dans les infections à trypanosomes par des inoculations de bactéries diverses, et ont obtenu quelque retard dans l’évolution de la maladie. Or on se rend compte de l'impossibilité de déceler, avant l'emploi de chaque petit animal de laboratoïre, les états pathologiques bactériens ou non, que n’accusent pas l'état général et l’aspect extérieur de cet animal (1).

Il faut enfin faire intervenir les variations dans la valeur des virus employés. Ceux (tels ceux dont nous disposions), qui ont subi une longue domestication dans les laboratoires européens diffèrent notablement de ce qu'ils étaient à l’origine, et de ce qu'ils seront peut-être dans quelques années (le cas du Tr. evansi, var. marocanum de BRUMPT subissant une mutation dans le laboratoire de WENYoN autorise cette hypothèse). Ils diffèrent aussi de ceux qu'on peut actuellement isoler chez les hôtes infectés naturellement. Les influences exercées par les facteurs variés que nous citions plus haut expliquent en partie ces modifications du virus dans le temps et dans l’espace. On conçoit alors l'importance du coefficient qu'est, dans l'étude du trypa-

(1) De même différents parasitismes (helminthiases, tuberculose, pasteurellose) dont nous avons noté quelques cas dans nos élevages, peuvent être soupçonnés de modifier les réactions de l'hôte à l'égard des trypanosomes qu’il héberge.

nosome, l’emploi obligé du matériel vivant qui est le seul pratique aujourd'hui.

MANIPULATION 1° L’infection expérimentale

Le trypanosome s'accomode d’une technique très simple : le sang infecté de trypanosome est prélevé, sans grandes précautions aseptiques,: par incision du lobe de l'oreille du cobaye ou par section d’un tronçon de queue du rat ou de la souris (1).

On recueille le sang dans quelques gouttes d'une solution de citrate de soude à 1 % jusqu'à coloration rose-vif, et on injecte le mélange sous la peau (2) du nouvel hôte, quelqu'il soit (peau du ventre ou du dos), avec une-seringue de verre propre mais non nécessairement stérilisée (3). La dose de sang devra être augmentée si l'examen à l'état frais ne révèle que peu ou pas de parasites.

Il est à noter que si un sang ne montrant pas de parasite (celui d’un cobaye en crise trypanolytique) peut être infectant, un sang montrant des trypanosomes encore un peu mobiles (celui d’un hôte mort depuis plusieurs heures par exemple) peut être inoculé sans résultat.

(1) Si l'hôte primitif est mort ou mourant, le sang n'afflue pas dans les extrémités du corps. On a recours alors à la ponction du cœur à travers la cage thoracique ou mieux à la dissection de l’animal, au prélèvement du cœur et à son expression dans le récipient à citrate de soude.

(2) Pour l'uniformité de nos expériences nous n'avons jamais emplcyé l'injection intrapéritonéale qui diminue la durée de l’incubation.

(3) Nous n'avons jamais observé d'infection bactérienne locale ou générale imputable à ce manque de précautions.

2° L'examen extemporané du sang

Nous désignons ainsi la prospection la plus simple qui soit pour apprécier sur le champ l'existence ou l'importance d'une infection à trypanosome, à un moment donné. C'est l'examen entre lame et lamelle d'une goutte de sang prélevée comme il est dit au paragraphe précédent et examinée au microscope, à un grossissement moyen (objectif : Zeiss A.A. oculaire: compensateur 18) avec éclairage ménagé.

Les trypanosomes se révèlent non seulement par leur contour caractéristique mais aussi par leur mouvement propre et celui qu'ils impriment aux hématies voisines.

Cet examen permet soit de constater la présencé du flagellé dans le sang d’un animal inoculé soit d'évaluer grossièrement la « densité parasitaire » de ce sang. On établit pour soi-même une échelle approximative, que l’on note par un nombre déterminé de croix par exemple, correspondant à un nombre donné le trypanosome dans un champ du microscope (1). Ce procédé ne peut convenir qu'à condition que toutes les appréciations soient faites par un même observateur, et qu’il tienne compte de la densité globulaire des champs considérés. Avec un peu d'habitude on arrive parfaitement à une exactitude suffisante dans la comparaison de l'infec-

(1) Ce nombre ne peut être que très approximatif, d'une part parce que les différents Champs n’accusent pas la même densité parasitaire ; de plus dans un même champ la visibilité n’est pas régulière ; d'autre part, les trypanosomes se déplaçant dans la préparation soit par leurs propres moyens, soit eritraînés par des courants, leur nombre varie au fur et à mesure qu'on les compte.

tion dans plusieurs sangs ou dans un même sang à différents instants (1).

3° Etude morphologique des Trypanosomes

Pour le sujet qui nous occupe, il nous suffisait de constater l'existence et la proportion des individus privés de leur corps parabasal. Pour cela le résultat le plus rapide et le plus sûr était obtenu par la technique suivante

Etalement. — Une goutte de sang, prélevée à l'oreille du cobaye ou à la queue de la souris ou du rat infectés, est étalée à l’aide d’une lamelle sur une lame propre et non rayée (d’après les conseils de LANGERON, 1925). Le frottis doit être plus ou moins mince selon que le sang frais s’est Montré plus ou moins riche en parasites.

Le frottis, séché et étiqueté (par gravure au crayon dans l'épaisseur du sang) au numéro d'ordre de l'hôte, aux initiales du virus, à la date et, au besoin, à l’heure de son exécution, à été le plus tôt possible, soumis aux opérations suivantes

Fixation et coloration. — Ces deux temps ont été réalisés par la méthode panoptique (LANGERON 1925) c'està-dire par :

fixation de trois minutes au liquide de May-Grunûwald (10 à 15 gouttes),

(2) Nous n'ignorons pas qu'il existe des méthodes pour apporter à cette numération un peu plus d’exactitude (établistrypanosomes sement, d'après un frottis coloré, du rapport globules puis mesure hématimétrique). Nous avons estimé que, pour les recherches qui nous occupent, le temps exigé par une telle méthode n'était pas en rapport avec l'augmentation de garanties qu'elle aurait pu apporter à nos Conclusions.

addition d’un nombre de gouttes d’eau distillée neutre égal à celui des gouttes du premier réactif (temps : 4 min.),

rejet du liquide, sans lavage, et remplacement par un mélange de 2 cc. d'eau distillée bouillie de pH : 7,5 environ et de 3 gouttes de colorant de Giemsa R (1). Ce dernier temps varie de 20 à 40 minutes suivant la température.

Après lavage à l'eau ordinaire les frottis étaient séchés au papier Joseph puis examinés au microscope.

En cas de surcoloration nous avons différencié nos préparations par l'acide borique à 1 %. Ce réactif, employé rapidement, permet en outre de rendre leur coloration normale à des frottis colorés trop longtemps après leur étalement et devenus basiques.

Examen. — Le système optique employé pour l'étude des frottis se cComposait d'un objectif homogène à immersion (à l'huile de cèdre) de Zeiss (1,5 mm., apert 1,30), d'un oculaire compensateur n° 6, d'un condensateur de lumière, système Abbe. Parfois, pour confirmer un détail de structure trop petit, nous avons employé urr oculaire compensateur n° 18.

Pour établir le pourcentage des trypanosomes privés de corps parabasaux, nous déplacions la préparation sous le champ du microscope, à l’aide d’un chariot à deux mouvements rectangulaires, de façon à ne jamais passer deux fois sur la même place. Nous comptions, au fur et à mesure qu'ils s’offraient à nos regards, les

(1) Les réactifs colorants étaient de la marque R.A.L. Le pH optimum de l’eau distillée était obtenu, après ébullition, par addition d’une solution de carbonate de lithine en présence de quelques gouttes d’une solution de Rouge neutre, jusqu'à virage au jaune.