AP VISE

après avoir bien remué j'ai exposé au bain-marie jusqu’à dessiccalion aussi complète que possible; j'ai pulvérisé, pour chaque capsule, le résidu sec et je l'ai épuisé peu à peu avec de l’eau distillée chaude. J'ai rassemblé les liquides de lavage dans des lioles jaugées de ioo" surmontées d’un petit entonnoir garni d’un filtre sans plis, puis après refroidissement j'ai complété à 100°%° les trois liqueurs et je les ai soigneusement rendues homogènes.

D'autre part, j'ai préparé 100°" d’un mélange à parties égales d’eau disullée et de formol du commerce, mélange que j'ai alcalinisé, en présence de phtaléine du phénol, en ajoutant goutte à goutte une solution de soude cinquième normale jusqu’à coloration rose très faible, mais distincte et persistante; puis, pour avoir un étalon de comparaison, j'ai mis dans un vase à précipiter 30% d’eau distillée que j'ai amenée, à l’aide de soude très étendue et de phtaléine du phénol, à la même teinte rose que la solution d’aldéhyde formique.

J'ai alors prélevé, avec une pipette à deux traits, 10°% de chaque liqueur à titrer et, après les avoir versés dans trois vases à précipiter identiques et additionnés de la même quantité de la solution de phtaléine, j'ai amené, avec de la soude, les trois solutions à la même teinte que la liqueur étalon.

À chacune de ces trois solutions j'ai ajouté 20°% du réactif formolé indiqué ci-dessus. Dans les trois essais devenus incolores j'ai versé goutle à goutte une solution décinormale de soude jusqu’à réapparition de la teinte rose primitive qui m'était donnée par l’étalon. La quantité de soude nécessaire pour chacune des liqueurs m'a permis de calculer la teneur en alanine; les résultats

ont été les suivants :

Na OH D a-alanine pour 5tm° de milieu dans 100cm° (titrage Sôrensen). de milieu.

cm ° g MHeNSTEMONMEMRRRRE PRE AS) 1,48 Culiure GR 0 UMR ER Er 8,3 1,48 GulIure dErP ro TETsSAMEEE CES To 139

Le Proteus M à donc utilisé 6 pour 100 de l’alanine mise à sa disposition, tandis que le Proteus V, bien qu'il se soit développé,

EE, es n’a pas détruit une quantité d’alanine dosable par la méthode de

Sürensen.

ACIDE ASPARTIQUE.

Je l’ai employé à l’état d'aspartate de sodium. Mon milieu contenait, pour 100°%, 28,50 d’aspartate correspon-

dant à 16,864 d'acide aspartique. Il avait été préparé avec :

Aspartate de sodium ..... RE es nOES0 Pihosphate DIDOLASSIQUER PE PETER CET EE 18,26 Sulfate de magnésium cristallisé............ 106065 Chlorure de calerum Cristallisé ere" e DID ON PAUSE ANS DEEP EP REP EEE ETES. 63ocm°

L'expérience a été conduite exactement dans les mêmes conditions que la précédente.

Le dosage de l'acide aspartique dans le témoin et les deux cultures a été fait de la même manière que pour l’alanine. J'ai obtenu

les résultats suivants :

Na oHS Acide aspartique pour 5cm° de milieu dans 100cm* (titrage Sürensen). de milieu.

Milreustémoin ee eee oe 1.755 Culture de Proteus Mr. 12,4 1,649 Cultareer2 ro er SAME ST 1,609

Le Proteus V a donc détruit, en quinze jours, 6 pour 100 d'acide aspartique du milieu et le Proteus M 8,3 pour 100. Afin de savoir si l’attaque serait plus prononcée au bout d’un temps plus long, j'ai remis à l’étuve à 35° les doubles que j'avais conservés à la glacière; après quinze autres jours J'ai répété les dosages, mais les résultats ont été identiquement les mêmes.

TRYPTOPHANE.

(ÉTUDE DE LA FORMATION D'INDOL ET D'ACIDE INDOL—3-ACÉTIQUE. ) Pour étudier l’action de mes Proteus sur le tryptophane J'ai

préféré doser Ja quantité de corps indoliques formés plutôt que la proportion d’ amin: que disparu ; de cette manière ] ’ai pu préciser

à nouveau un caractère biochimique intéressant, mais que certains auteurs ont souvent mal interprété. Au cours de ces recherches, ae . ; s ;

J & surtout pris pour guide les travaux de M. Louis Gauthier et

de M. Albert Berthelot (2)

Le milieu que j'ai employé avait la composition suivante :

PAGSphAbEebiIpOtASSique LM EN ns ect 100 Sulfate de magnésium cristallisé.......... Sie 08,70 Ghlomurerdescalemmecnstallise rer 05,03 Mélange de produits abiurétiques obtenus par homos CITE AElARCASÉNe rer TT 76,50 ER DEO DAME ER EE TE ee ne 100 ÉSURONSUINÉET ES SD ERP E Te e HO

L’extrait éthéré des produits d’hydrolyse chlorhydrique de la caséine ne donnait aucune coloration aussi bien avec le p-diméthylaminobenzaldéhyde et l'acide chlorhydrique qu'avec le nitrite de potassium et acide sulfurique; par contre, bien que très pur à tous autres égards, le tryptophane contenait une très minime quantité d’indol décelable à l’aide du p-diméthylaminobenzaldéhyde, indol dont je l’ai facilement débarrassé en l’épuisant par léther dans un appareil de Kumagava.

Après avoir neutralisé mon milieu au tournesol je l'ai réparti par 125°% dans des fioles coniques de 250% et je l’ai stérilisé à 119° pendant une demi-heure. Après 24 heures de séjour à 37° et vérification de la stérilité J'ai pratiqué mes ensemencements comme d'habitude, mais j'ai au bout de 5 jours retiré les cultures de l’étuve à 35°. La culture du Proteus V était légèrement teintée de jaune, tandis que celle du Proteus M était rougeûtre.

Pendant que les Proteus se développaient dans le milieu au tryptophane, j'ai purifié l'éther que je destinais aux extractions afin d'éviter les inconvénients signalés par Louis Gauthier (55); J'ai opéré de la façon suivante :

Dans une boule à décantation de 2 litres j'ai introduit 1 litre d’éther pur du commerce et 400°% d’eau distillée préalablement additionnée de 20°" d’acide sulfurique pur; j'ai agité vigoureusement à plusieurs reprises, puis après séparation et soutirage de la couche aqueuse j'ai à nouveau lavé l’éther avec 400°% d’eau dis-

(Doc CLe

ris ullée. Après repos j'ai rejeté celle-ci pour la remplacer par 1007 d’une solution aqueuse de soude à 10 pour 100 que jJ'at agitée violemment avec l’éther; j'ai soutiré la liqueur alcaline et lavé l'éther avec de l’eau distillée jusqu'à ce que celle-ci n'ait plus présenté aucune trace d’aleali, puis J'ai conservé l’éther ainsi purifié et saturé d’eau dans un flacon recouvert de papier noir. D'autre part, comme réactif, j'ai préparé une solution dont voici

la formale :

Paradiméthylaminobenzaldéhyde................ 18 ATCODIAOO ER TER PET OT 6ocm* Acide chlorhydrique pur am 2 mb eee" OS

Avant d'entreprendre des dosages j'ai fait un essai qualitatif; pour cela, après avoir prélevé 25°% de chacune des cultures et vérifié que les liqueurs étaient alcalines au tournesol, je les ai un peu plus fortement alcalinisées avec quelques gouttes de lessive de soude. Je les ai alors agitées doucement, dans une boule à décantation de 125%", avec 25°% d’éther. Après repos j'ai soutiré la couche aqueuse, j'ai lavé la liqueur éthérée par agitation avec un peu d'eau distillée, et j'y ai recherché l’indol avec le réactif au diméthylaminobenzaldéhyde. Avec lextrait éthéré de la culture de Proteus V, j'ai constaté très nettement la présence de lindol, mais avec celui de la culture du Proteus M je n’ai obtenu aucune coloration. Le Proteus M ne produisant absolument pas d'indol dans ces conditions, je n'ai donc eu à analyser quantitativement que la culture du Proteus V; mais comme les deux cultures après épuisement par l’éther en milieu alcalin me donnaient, avec le nitrite de potassium et l'acide sulfurique, la réaction caractéristique de l'acide indol-3-acétique, J'ai exécuté en même temps sur les deux prises d'essai V et M le traitement permettant le dosage de l’indol afin de doser l'acide indolacétique dans des liqueurs ayant subi les mêmes opérations. J'ai donc déterminé quantitalivement lindol et l’acide indolacétique de la manière suivante :

Dans une boule à décantation de 250" jai introduit root" de culture; bien que j'aie vérifié que les liqueurs V et M bleuissaient le tournesol, j'ai, pour chacune d’elles, ajouté une dizaine de gouttes de lessive de soude, puis j'ai commencé l'épuisement en agitant

d’éther purifié comme je viens de l'indiquer. Après

avec 3007