CHAPITRE PREMIER

Examen du matériel vivant.

Lorsque les organes sont normalement transparents, ce qui est la plupart du temps le cas chez les Mousses, 1l est naturel de les examiner sans autre artifice de préparation. Déposés dans l’eau (1), pour éviter la dessiccation et pour réaliser un milieu plus réfringent, ils gardent pendant un assez long temps leur vitalité et se prêtent à un examen suffisant.

C'était la seule méthode utilisée par les premiers bryologues. Elle est encore excellente. Mais les organes opaques se prêtent mal à un pareil examen. Il est en effet nécessaire, en pareil cas, de dilacérer l’objet ou d’y pratiquer des coupes, et la désorganisation cellulaire qui en résulte n’en permet pas alors une étude sérieuse. J’indiquerai en temps voulu les procédés spéciaux qui, dans certains cas, m'ont permis de tourner la difficulté.

Dans tous les cas, l'emploi de colorants vitaux est avantageux. Ces colorants, à des dilutions faibles, respectent pour un temps la vitalité de la cellule, et, en se fixant sur certains de ses constituants, les mettent en évidence avec une netteté que leur indice de réfraction, presque égal à celui des éléments environnants, ne laissait pas soupçonner.

CHONDRIOME. — Le vert Janus préconisé par LAGUESSE [1912] dans le cas du chondriome animal à cause de son

(1) L'eau distillée commerciale m'a généralement donné de mauvais résultats. Elle est toujours impure, mal aérée, chargée de sels métalliques et souvent même de substances organiques. Je lui ai préféré l’eau de pluie (examen des spermatozoïdes), l'eau de source, et même, dans certains cas (Mousses aquatiques), l’eau de rivière préalablement filtrée.

électivité toute particulière pour les chondriosomes (1), fut transporté dans le domaine végétal par GUILLIERMOND en 1923. Sous condition d'employer du vert Janus de Hoœscht (2), et en tenant compte de l’inconstance de cette technique (3), qui déforme les chondriosomes et tue rapidement la cellule (4), on peut réaliser quelques observations d’un certain intérêt. Dans tous les cas, ce colorant, employé en solution aqueuse à 1 p. 2 000, est le seul qui, chez les Mousses, m'ait fourni quelques résultats positifs.

AMIDON. — L''iode, utilisée de tout temps comme réactif de l’amidon, en est encore le meilleur témoin. La liqueur iodoiodurée est d’un emploi facile. Malheureusement, elle tue la cellule et en dénature dans une certaine mesure le cytoplasme. Il est bon d’en suivre l’action progressive en faisant arriver le réactif peu à peu au contact de l’objet soumis à l'examen. Sous cette réserve, on peut l'utiliser pour mettre en évidence, outre l’amidon, le noyau et les plastes, dont la couleur brune tranche sur la teinte plus claire du protoplasme environnant.

VacuoLes. — Le rouge neutre à 1 p. 5 000 imprègne généralement les vacuoles. Certaines cependant se montrent réfractaires à son action. D'une façon générale, les cellules génératrices et les cellules embryonnaires qui en dérivent immédiatement n’absorbent pas le colorant. Plus tard, dans les cellules plus âgées constituant les organes adultes (phyllidie, paraphyse, ete.), la coloration s'effectue presque à coup sûr, jusqu'au moment où la cellule en voie de dégénérescence S'imprègne en totalité de façon diffuse. Cependant, malgré ces quelques irrégularités, l'application systématique de ce procédé est, dans bien des cas, de nature à lever certains doutes et permet souvent une interprétation plus exacte des faits observés par d’autres méthodes:

AGUESSE, p.153.

Be ) GUILLIERMOND, p. 527, note.

) GUILLIERMOND, p. 529.

LA CONNAISSANCE CYTOLOGIQUE DES MUSCINÉES 319

Le violet neutre m'a donné des résultats exactement identiques. Je l’ai cependant abandonné pour ne pas surcharger inutilement une technique déjà fort complexe, et je m'en suis tenu au rouge neutre, d’un usage plus courant dans tous les laboratoires.

SUBSTANCES GRASSES. — Le sudan 111 introduit dans la technique par Danpr en 1896 est un excellent réactif des corps gras. Malheureusement, ces derniers étant solubles dans l'alcool, 1l est impossible d'utiliser le réactif en solution alcoolique. J’ai utilisé de préférence la formule de Gur- GNARD [1904], où le chloral est substitué à l’alcoo!l (1).

Malgré le fort pouvoir osmotique de ce mélange, qui entraine nécessairement une assez forte contraction cellulaire, il est possible d’en obtenir quelques bons résultats.

Dans les cas où la membrane très épaisse et cutinisée s'oppose à la pénétration du colorant, par exemple chez les spores mûres, 1l est avantageux d'utiliser le sudan III en solution dans l’acide lactique selon la formule de GUE- GUEN [1906] (2) ; les objets montés dans le réactif sont chauffés jusqu’à ébullition, ce qui désorganise évidemment le contenu cellulaire, mais colore immédiatement les corps gras et les précipite s'ils sont à l’état d’émulsion.

Généralement, la membrane est cellulosique et mince, et les réactifs pénètrent très aisément. Le procédé de choix consiste alors à monter les préparations dans l’acide osmique au centième. Ce réactif tue la cellule sans la plasmolyser et la fixe dans sa structure, tandis que sa réduction presque immédiate au niveau des substances grasses les met en évidence d’une façon parfaite.

(1) Sudan III à 1 p. 1 000 dans une solution d’hydrate de chloral à 1/2, faire bouillir, laisser reposer, filtrer (p. 16). (2)AP. 225!