ASSOCIATIONS INFECTIEUSES

Au cours du paludisme primaire et secondaire on peut voir survenir diverses maladies infectieuses, en particulier la fièvre typhoïde, les paratyphoïdes, les dysenteries hacillaires et amibiennes, la fièvre récurrente.

Fiêveb typhoïde. — Dans le miheu où nous avons observé, il s’agissait de sujets généralement vaccinés contre la fièvre typhoïde et paratyphoïde, aussi ces associations ont-elles été rarement observées. Dans les cas où nous les avons constatées par la bactériologie (hémoculture positive avec présence d’hématozoaires sur les frottis) la courbe thermique et l’évolution ont été commandées par l’agent infectieux prédominant, dans ce cas, l’hématozoajire (1 .

Au contrairq, chez les non-vaccinés, l’aspect cUnique de l’association morbide a été celui de la dothienentérie.

Dysbntebib. — La dysenterie bacülaire ou amibienne survenant chez un paludéen aggrave son cas, réveille les accès fébriles, prédispose aux lésions intestinales chroniques et à la cachexie palustre de la période secondaire du paludisme. Nous insistons sur la nécessité de la recherche simultanée des parasites, hématozoaires et amibes, dans le sang et les selles, étant donnée la possibüité d’entérites dysentériformes d’origine purement palustre : nous avons, en effet, observé des cas de dysenterie vraie que l’examen bactériologique et parasitologique fait dans de bonnes conditions n’a permis de rattacher ni à l’amibiase, ni à la dysenterie bacillaire, mais qui se sont produites chez des paludéens à sang infecté et en accès.

(1) Aemand-DehiiLB, Paisseau et Lemaire. Paludisme de 1'® invasion en Macédoine. Bull. Soc. Méd. Hôp,, 3 mars 1916.

Fièvre eécuerente. — On peut se trouver en présence d’une association de la malaria avec la fièvre récurrente (1). Les accidents du paludisme secondaire étant observés en Macédoine, en hiver et au printemps, on comprend dès lors sa coexistence avec cette affection fréquente dans la saison froide. Le paludisme n’a aucune influence sur son évolution, mais nous avons, au contraire, fréquemment observé chez le paludéen des accès de tierce dans les jours, qui suivent la rechute de la récurrente.

(1) Armand-Delille, Ga.ssin et Lemaire. Caractères de la fièvre récurrente observée à l’Armée d’Orient. Bull. Soc. Méd. Hôp., 16 juin 1917.

DIAGNOSTIC PARASITOLOGIQUE

DIAGNOSTIC PARASITOLOGIQUE

Nous nous bornerons naturellement à ne faire état que des données essentielles pour le diagnostic, et à ne mentionner que les techniques qui sont à.la portée du laboratoire le plus rudimentaire.

La recherche des hématozoaires du paludisme se fait sur des 'préparations de sang séchées et colorées. Il est important de savoir que cette recherche doit être très patiente : d’une part, en effet, la proportion des examens positifs ne dépasse pas 40 pour 100, surtout chez les sujets soumis à la quinisation préventive ; d’autre part, sauf certaines exceptions que nous signalerons plus loin, le nombre de parasites en circulation est habituelle- Fig ment très restreint. Le sang teiette destiné à l’examen sera recueilli soit au lobule de l’oreille, soit à la face dorsale du doigt, près de la matrice de l’ongle ; la peau de ces régions sera très minutieusement essuyée (le mélange de la sueur au sang donnant de très mauvaises préparations). On piquera à l’aide d’une épingle préalablement flambée, et on fera sourdre par pression une très fine gouttelette de sang. CeUe-ci sera recueillie sur une lame de verre très propre, près d’une de ces extrémités, puis étalée^ soit à la lame

rodée, soit à la carte de visite, en couche aussi mince que possible; puis, finalement, séchée par agitation rapide. Après avoir essuyé soigneusement la région piquée, on recueillera, étalera et séchera de même une deuxième gouttelette de sang ; sauf indications spéciales, deux lames bien faites suffisent pour chaque prise (1).

Ces lames doivent être, aussitôt sèches, entourées de papier, afin de les préserver des mouches, friandes de sang, et dont la succion répétée peut altérer complètement une préparation et la rendre inutilisable. Sur le papier protecteur s’inscrivent le nom du malade et les renseignements cHniques intéressants. Toutes les méthodes de co oration àctuellement en usage sont des perfectionnements des procédés de Laveran ou de Romanowski.

La coloration des préparations se fait aisément par la méthode dé Tribondeau, en suivant très exactement les recommandations que l’auteur a pris soin de transcrire sur la *: notice accompagnant les fioles de son colorant. La voici :

Mode d’emploi du bi-éosinate (de Tribondeau) (2). —

« Pour préparer les-frottis, se servir de lames de verre ' « bien nettoyées ; étaler le sang (ou le Kquide organique) sur « les deux tiers droits d’une face, en couche mince, de pré- « férence par le « procédé de la carte de visite ». Sécher par « agitation à l’air ; ne pas chauffer ; ne faire agir aucun « fixateur. Délimiter le frottis à gauche par un trait au « crayon gras.

« Le bi-éosinate est à la fois fixateur et colorant.

« Pour fixer, laisser tomber sur le frottis, à l’aide d’une « pipette réservée à cette coloration. Occ, 2 de bi-éosinate

(1) Nous indiquons, p.age 92, la te'chnique épaisse ».

procédé dit « de la goutte

(2) N. B. - Eviter l’intervention de to, (comme avec tous les colorants neutres).

— Ne pas monter sous lamelle.

Au cas où un fin précipité déparerait on peut l’enlever rapidement avec l’alcool à coloration affaiblie avec du bi-éosinate ve (0 oc, 1 pour 2 ce. d’eau distillée).

trace d’acid*

. laver, puis très dilué.

de base

ipléter la

DIAGNOSTIC PARASITOLOaiQUE

« (soit environ XII gouttes). Poser la lame à plat sur la « table : la recouvrir d’une moitié de boîte de Pétri pour « éviter, surtout en été, une trop grande évaporation de l’al- « cool, d’où résulterait la précipitation immédiate du colorant « lors de l’addition d’eau. Laisser agir deux ou trois minutes.

« Pour colorer, tenir la lame légèrement inolinée, de façon « à rassembler le bi-éosinate le long d’un des grands bords ; « ajouter au colorant Occ, 6 d’eau distUlée- (soit environ « XII gouttes) ; provoquer par quelques mouvements de « roulis le mélange des deux liquides sur toute la surface « à colorer. Poser aussitôt après la lame à plat, et n’y plus « toucher jusqu’à coloration terminée, car, en remuant, on « hâterait la formation du précipité au détriment du résul- « tat. Durée moyeime de la coloration : sang ; huit à douze « minutes ; produits syphilitiques : vingt à vingt-cinq minutes.

« Pour terminer, laver sous jet d’eau distillée, sans vider K la dilution colorante au préalable, pour éviter la fixation « du voile de surface sur le frottis. Egoutter en secouant : , « sécher vivement en s’aidant avec précaution d’une flamme.»

Coloration au bleu boraté éosine. — Nous recommandons aussi d’une façon toute spéciale la, méthode étudiée par M. Senevet, qui fournit des résultats d’une régularité et d une nettete parfaites, et qui offre cet avantage considérable de pouvoir se pratiquer avec des matériaux colorants usuels : le bleu de mçthylène et l’éosine. Nous pensons rendre service aux chercheurs en faisant connaître les détaüs de cette excellente technique.

1° Préparer les deux solutions A et B ;

Î Bleu de méthylène. 1 gramme

Borate de soude. 3

Eau distillée.100

Laisser mûrir huit à quinze jours à l’étuve à 37° ou trois semaines à la température ordinaire ;

2“ B i à l’eau. 1 gramme

j Eau distillée.100

prête à servir.

ARJIAND delille

Pour l’usage : fixer les frottis par l’alcool à 90° ou mieux i à l’alcool absolu pendant au moins cinq minutes, et après dessiccation complète de l’alcool, les disposer face en dessus, sur des supports horizontaux quelconques (boîte de Pétri, verres à expériences, etc.)

Préparer dans un verre très propre le mélange suivant : j

Eau distillée.20 oc. ^

Solution B (éosine). 1 goutte

Bieîi mélanger, puis ajouter ;

Solution A (bleu). Ià2 gouttes

Bien mélanger et verser aussitôt sur les frottis. Il faut environ 1 à 2 centimètres cubes par frottis.

Laisser colorer deux à trois heures, laver rapidement au jet d’eau, sécher aussitôt, examiner.

N. B. — On aura intérêt à avoir toujours des solutions de bleu plus récentes pour ne pas s’exposer à en manquer si la solution habituelle était épuisée ou perdait son pouvoir colorant.

Se servir toujours des mêmes pipettes pour mesurer les gouttes d’éosine et de bleu, sans quoi, les proportions seraient | trop variables.

Il arrive parfois qu’après avoir donné d’excellents résultats pendant quelque temps, la solution de bleu donne des teintes trop pâles au protoplasma des hématozoaires. Deux remèdes : 1° ou bien employer une solution plus récente ; 2° ou bien remplacer dans le mélange quelques gouttes de la solution ancienne par des gouttes d’une solution plus récente.

S’assurer au préalable que l’échec ne provient pas de l’acidité de l’eau employée.

Remarque très importante. — Il arrive en effet très fréquemment que les eaux dites distillées, contieiment des , traces plus ou moins fortes d’acide. Cette acidité de l’eau entraîne l’échec, ou une altération de la coloration.

Pour éviter cet accident, on devra opérer avec de l’eau'

DI A GNOSTIC PARASITOLO OIQ UE

rigoureusement neutre, ou même de préférence très légèrement alcaline. Pour cela divers procédés sont à recommander.

a) Faire bouillir de l’eau distillée dans un ballon de verre ;

b) Utiliser de l’eau de pluie ou de neige fondue ;

c) Ajouter par gouttes à l’eau distillée dont on dispose des quantités croissantes d’une solution de borate de soude à 5 pour 100, ou de carbonate de potasse à 1 pour 100, jusqu’à obtention de bons résultats (un excès d’alcalinité a pour inconvénient de bouleverser la structure de certains éléments, en particulier des noyaux de globules blancs) ;

Le meilleur procédé pour vérifier la neutralité stricte de l’eau distillée est celui indiqué par Langeron qui utilise comme réactif indicateur la solution alcoolique d’hématoxyline ; ajouter à 10 cm. d’eau, à^essayer 2 gouttes de solution alcoolique à 1 pour 100 et additionner goutte à goutte une solution à 1 pour 100 de carbonate de sodium jusqu’à ce que l’eau prenne, au bout de cinq minutes, une coloration faiblement mais nettement violacée.

d) Essayer l’eau ordinaire que l’on a à sa disposition et qui donne parfois d’excellents résultats.

■Si les colorations ont été bien réussies on devra obtenir les résultats suivants :

1“ Coloration faible, une goutte de bleu (teinte violet noir du colorant).

Les hématies sont rose pâle ou rouges. Les noyaux des leucocytes sont violets. Les granulations des neutrophiles sont très fines et de teinte violacée. Celles des éosinophiles sont de la même teinte que les globules rouges, parfois même d’un rose plus vif. Le protoplasme des mononucléaires est bleu pâle, celui des lymphocytes bleu foncé.

Les hématozoaires sont très visibles, grâce à leur nucléole pourpre et leur protoplasma bleu pâle. Les formes de division de la tierce bénigne ont un protoplasma plus foncé et des nucléoles plus intensément colorées. Dans les formes sexuées on voit très nettement les grains du pigment, ainsi que le nucléole plus diffus et généralement moins coloré. Les granulations de Schüffner, parfois fines et discrètes

dans les formes moyennes, sont plus nettes dans les formes sexuées (gamètes) ; .

2° Avec la coloration forte : deux gouttes de bleu (teinte violet bleu) on obtient des globules rouges cuivrés ,ou lilas. ( En même temps toutes les teintes précédentes sont beau- j coup plus intenses, spécialement en ce qui concerne le nucléole, le protoplasma des hématozoaires, et les granulations de Sohüffner, que l’on retrouve dans certaines préparations heureuses, jusque dans les globules parasités par des schizontes.

Cette dernière teinte, quoique moins agréable à l’œil à cause de l’aspect cuivré des globules rouges, est cependant : à recommander pour la recherche des hématozoaires.

L’intensité de la coloration de ces derm^rs rend leur découverte beaucoup plus facile.

On pourra d’ailleurs obtenir les teintes intermédiaires en faisant ' varier les proportions de bleu et d’éosine et en mélangeant par exemple trois gouttes de bleu et deux gouttes d’éosine.

Panchrome Laveran. — On peut encore conseiller le Panohrome Laveran qui donne d’excellentes préparations '; mais que nous n’avons pas eu l’occasion de manier personnellement (1).

Rappelons, en outre, que ces méthodes colorent parfaitement les spirilles d’Obermeyer et que le diagnostic de typhus / récurrent peut très bien être fait sur une lame aménagée pour recherche d’hématozoaire.

L’examen des frottis de sang ainsi colorés permet de reconnaître l’un ou l’autre des trois hématozoaires du paludisme : le plasmodium vivax, agent de la tierce bénigne,/ le plasmodium precox ou falciparum, agent de la fièvre ', dite tropicale ou tierce maligne, le plasmodium malariae, agent de la fièvre quarte. Quelquefois, on trouvera dans les préparations une association de deux de ces parasites. Nous allons décrire leurs caractères distinctifs.

(1) Voir page 92 la technique de cette méthode.

DI A ONOSTIG PARASITOLO GIQ UE 85

Caractères diagnostiques des hématozoaires

1° PLASMODIUM VIVAX

Le plasmodium vivax est le parasite le plus fréquemment rencontré pendant la saison froide (de décembre à juin) ; en été, il n’a été constaté au contraire que dans moins de 20 pour 100 des cas.

Il se reconnaît aux caractères suivants :

a) L’bématie parasitée est le plus souvent le siège de trois altérations capitales : elle est augmentée de volume ; eUe est décolorée ; elle est parsemée de petites granulations violet-rouge ; les grains de Schüffner.

b) Le parasite lui-même se présente sous quatre aspects différents suivant, qu’il est jeune (schizonte); adulte (corps amiboïde); en voie de division schizogonique (corps en rosace);ou à l’état de gamète (macro et microgamétocytes). Il est fréquent sur une même préparation de trouver des échantillons de chacun de ces stades ;

c) . Le schizonte, forme jeune du plasmode, se présente sous la forme d’un petit anneau, ovoïde généralement plutôtqu’arrondi. Au pôle le plus étroit, une petite masse d’un rouge violet représente le noyau du parasite ; entre ce noyau et la bande protoplasmique colorée en bleu, qui délimite les contours du schizonte, une vésicule arrondie, incolore, représente la vésicule nutritive ;

d) Le corps amiboïde n’est que le schizonte à un stade de développement plus avancé. Le parasite occupe alors le tiers, la moitié, les deux tiers de l’hématie. Il est formé de deux parties ; l’une renferme le noyau entouré d’une zone rose clair, la vésicule nucléaire, l’autre est constitué par une masse de protoplasma, contenant une grosse vésicule nutritive, ramifiée en pseudopodes plus ou moins nombreux, plus ou moins grêles, de disposition variable. Dans ces formes (grandes formes) le pigment est abondant, disséminé dans le protoplasma. Les granulation de Schüffner sont nombreuses.