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niiines dans nos régions s’éloignent pai- certains cùLés du type général. Malgré cela, en raison des facilités que présentent pour l’étude les échantillons frais, nous nous adresserons au Batrachospennum monilifoi me que l’on se procure sans difficulté et en bon état aux environs de Paris, pendant le printemps et l’été, soit dans le canal de Bondy, soit dans les fontaines dubois de Meudon qui avoisinent le parc de Chalais où il se rencontre fixé aux pierres du revêtement. Cette plante est olivâtre, mais rougit fortement à la lumière dilfuse et dans l’air confiné; sa taille, qui dépasse rarement O centimètres, peut néanmoins être beaucoup plus considérable; elle est visqueuse et, vue à la loupe avec un faible grossissement, elle semble formée par de petits œufs réunis en chapelet par un mucus, ce qui explique le nom qu’elle porte. Mais, si on l’observe dans l’eau avec une amplification de 100 d., on se rendfacilement compte que chaque grain du chapelet est constitué en réalité par un rassemblement de files de cellules elliptiques, à paroi en partie gélifiée, groupées en verticilles sur un axe médian dont la structure rappelle celle des tiges des Ghara : on y rencontre une file de grandes cellules cylindriques, s’étendant d’un entre-nœud à l’autre, recouverte par une écorce de trois couches au moins de cellules cylindriques plus petites, disposées également en files, formées par des rameaux descendants filamenteux, courant parallèlement à la cellule médiane, accolés à elle et aux rameaux les plus proches. Les cellules voisines d’une même file, vues avec une amplication de hOO d., semblent communiquer directement entre elles par une perforation du milieu de la paroi commune ou tout au moins })résentent en ce point une ponctuation très marquée. Un long poil incolore termine souvent les rameaux.
Chaque cellule axile porte ordinairement vers le sommet une couronne de six cellules elliptiques qui donnent elles-mêmes appui à deux cellules divergentes, premiers membres d’un appareil filamenteux très fourni, ramifié en di- ou en trichotomie : le rassemblement’des files de cellules elli-
ptiques dont nous avons parlé. Les organes sexuels occupent les extrémités de certains de ces rameaux. Il est indispensable, pour les observer convenablement, d’isoler quelques membres des verticilles et de les étaler ensuite dans le liquide de la préparation : l’eau, afin que leurs parties ne se superposent point, ce qui se fera sous la loupe montée en maintenant la plante avec l’aiguille â cataracte et déplaçant de haut en bas l’aiguille droite sur l’axe de façon à frapper une cellule basilaire qui se détachera en entraînant non seulement tout le système ramifié qu’elle supporte, mais aussi une partie des rameaux corticaux de l’entre- nœud inférieur.
Le végétal est monoïque. Les anlbéridies sont fort nombreuses et se rencontrent un peu partout ; hîs organes femelles se développent uniquement à l’extrémité de quelques branches provenant d’une ramification Iricbotome.
TECllxNlQUE SPÉCIALE
Les aiilliéridies consislcnl en peliles cellules incolores, sphériques, éUigées sur les dernières cellules du rameau; elles produisent chacune [)ar rénovation un pollinide sphérique, incolore, totalement dépourvu d’appareil locomoteur (fi^. 217). Les oogones sont terminaux et enlourés par une sorte d’involucre de romeaux libres ; ils sont divisés en deux parties séparées par un léger étranglemeut : l’inlerieure beaucoup plus petite est fortement colorée, elle renferme l’oospbère; la partie supérieure clavifor me est incolore
Fi(i. 217. — Portion de rainoan feinrlle de Jialra chüspcrmum mojiili forme, a, trichoiJjyjie ausoiiiniet duquel est sondé iiu pollinide ; b, le cysloearpe coiuincuce à se dévelopi)er aux dépens d(*. l’œuf logé dans la partie inférieure de l'appareil ; c, cystocarpe développé (Thiiret et Bornet).
Fig. 218. — Coralline des oflidnes, [liante entié re.
et correspond à ce poil nettement distinct (le triciiocjijiie) (|ui surmonte Toospbère de la plupart des Floridées. La partie incolore possède une paroi gélatineuse qu’elle utilise pour retenir les pollinides au passage. A la suite de la fécondation, l’œuf produit immédiatement surtout son pourtour, par bourgeonnement, un grand nombre de rameaux courts et libres, mais rapprochés, dont l’ensemble constitue le sporogoiie. Plus tard, les articles terminaux de chacun de ces filaments produisent par rénovation une spore qui s’échappe au dehors par rupture de la paroi et germe en donnant naissance à un protonéma filamenteux sur lequel se développent les plantes que nous avons décrites.
Le Batraebospermum ne présente point les tétraspores caractéristiques des Floridées; nous les trouverons chez la couallixe des officines (fig. 218) que l’on peut se procurer dans les pharmacies où elle ne se présente plus, il est vrai, avec la teinte rose qu’elle possédait do son vivant, mais peu importe. On recherchera sur la plante entière les ramusciiles terminés par un article ovoïde. On les séparera et on les plongera dans une dissolution aqueuse d’acide chlorhydrique à 5 0/0 dans laquelle ils seront abandonnés
jusqu’à ce que toute effervescence ait cessé. A ce moment le carbonate de chaux, impénétrable à la lumière, qui encroûtait la plante aura totalement disparu et le végétal devenu transparent sera lavé à l’eau et placé sous le microscope, monté dans la glycérine. Négligeant les articles, on portera l’attention sur les terminaisons ovoïdes des rameaux qui, selon la mise au point, laisseront voir leur face externe (7, fig.32, pl. XXXII) oubien la cavité qu’elles renferment (Q même figure). Ces chambres sont ouvertes à leur partie supérieure ; les unes sont vides : ce sont surtout celles qui étaient occupées par les anthéridies ou les oogones (le végétal est dioïque), les autres contiennent (c fig. 32, XXXII) des filaments dressés de 4 cellules superposées : les tétmspores qui semblent indépendantes ici, mais sont maintenues en fait par la paroi de leur cellule mère : le tétmsporange.
C’est pendant la saison chaude, époque où elles développent leurs organes reproducteurs, qu’il faut récolter les Fucacéks. Quelques-unes de ces plantes.
Fkj. 219. — Snimurt criui tliallr de Fucus vesiciüosus duiiL quelques l)rauchcs portent di'.'
conceptacics.
les Fucus vcsiculosus (fig. 219), serralus, platycarpus^ arrivent alors en grande quantité dans les villes, servant d’emballage à la marée. La struclure du thalle s’obtient facilement par le moyen de coupes longitudinale et transversale observées dans l’eau salée ; on rencontre dans ces végétaux deux tissus différents superposés : l’externe, qui constitue \diCouche corticale^ est formé par plusieurs assises de cellules courtes, parallèles à la surface et
TECHNIQUE SPÉCIALE
SC trouve nettement limité à la périphérie par une assise de cellules étendues selon le rayon, simulant un épiderme (fig. 8, ;?,76 et 29, pl. XXXII, ep.)\ l’interne, ou couche médullaire^ ne montre que de longues cellules, contournées et enchevêtrées. La paroi de tous les éléments est partiellement gélifiée, mais le fait est tellement prononcé dans la couche médullaire que les cellules de cette zone (/, fig. 29, XXXII) semblent totalement indépendantes les unes des autres. Les organes générateurs sont logés dans des cryptes ou conceptacles creusés, parfois en très grand nombre, dans les extrémités des rameaux ; ils se produisent là au milieu des poils [paraphyses) qui tapissent ces chambres et font même parfois saillie au dehors ; ils proviennent vraisemblablement de la modification de certains de ceux-ci. Chez le Fucus platycarpus^ qui est monoïque, on rencontre des anthéridies et des oogones dans le même conceptaclc, chez les deux autres qui sont dioïques les conceptacles d’un même pied ne contiennent que l’une ou l’autre variété d’organes générateurs ; quoi qu’il en soit, les cryptes seront étudiées au moyen de coupes transversales qui seront montées dans l’eau salée. Les anthéridies sont de petits corps ovoïdes formés par les articles terminaux de poils rameux (fig. 31, XXXII, an). Elles renferment à maturité un contenu granuleux rougeâtre constitué par des anthérozoïdes piriformes qui progressent au moyen de deux cils latéraux dirigés en sens contraire, l’un vers le haut, l’autre vers le bas; ces cils sont insérés à quelque distance du rostre incolore, dans le voisinage du point rouge qui communique sa coloration au petit organisme. Les anthérozoïdes ne peuvent s’observer facilement au milieu des terres, mais rien n’est plus facile que d’en recueillir à basse mer sur les pieds mâles découverts à la surface desquels ils forment un enduit rougeâtre, révélateur du sexe de la plante : il suffît d’agiter ces végétaux dans un petit vase contenant de l’eau de mer pour obtenir un liquide, riche en anthérozoïdes, dont on transportera des gouttes sous le microscope armé d’un objectif capable de fournir une amplification de 300 diamèires. Les oogones se présenteront vus avec un faible grossissement comme de petits corps elliptiques olivâtres (fig. 29, XXXII, og) ; observés avec une amplification de 300 diamètres, ils laissent voir leur pédicelle unicellulaire et leur contenu. Ce dernier varie avec l’âge de l’appareil : au début, l’oogone est formé d’une cellule unique qui se divise bientôt en huit éléments polyédriques (fig. 220) ; plus tard, ceux-ci produisent chacun, par rénovation, une oosphère sphérique, nue (fig. 30, XXXII) qui entre en liberté par résorption de la paroi de la cellule mère et rupture successive des trois membranes qui constituent la paroi de l’oogone (fig. 221).
On rencontrera en tout temps, dans les serres, sur les pots négligés, des filaments feutrés de Vaucheria sessilis portant des organes reproducteurs. Si l’on en en saisit queh|ues-uns avec les pinces et qu’on les porte sous le
microscope, montés dans Feau, on constatera d’abord que ces filaments sont cylindriques, tapissés par un protoplasma riche en chlorophylle et en noyaux, non cloisonnés : l’algue est une siplionée, c’est-à-dire, qu’elle est constituée par un symplaste protégé par une paroi de cellulose commune à l’association, fait facile à constater en fixant le protoplasma par l’alcool absolu et appliquant les colorants. Les filaments, montés dans Feau, inspectés avec un faible grossissement, montreront çàetlà des groupes de deux ou trois petites verrues : les organes générateurs de la plante. Ces verrues,examinées avec une amplification de 300 diamètres revêtent deux aspects différents : les unes («, fig. 27, XXXII), sont assez grêles, cylindriques, contournées ; elles séparent leur partie terminale renfermant une masse grisâtre, dense, granuleuse, qui se divisera en un grand nombre d’anthérozoïdes ne portant que deux cils vibratiles attachés sur les côtés de l’organe; ce sont donc des antliéridies, mais on les désigne ordinairement par le nom de cornicules. Les oogones sont représentées par la seconde forme de verrues (o, même figure) ; ils sont vert foncé, ovoïdes, séparés, à leur base, du filament par une cloison de cellulose. Lorsque vient le moment de la fécondation, le protoplasma se contracte pour former l’oosphère, la paroi s’allonge latéralement en forme de bec, subit la gélification à l’extrémité de celui-ci, puis se perfore en ce point sous la pression d’un mucilage interne, afin de donner passage aux anthérozoïdes. L’œuf se recouvre, aussitôt sa formation, d’une paroi propre qui l’isole totalement de la plante mère ; il est facile de distinguer les œufs des oosphères.
Les Spirogyra^ algues filamenteuses des étangs, des mares, des fossés et d’une façon générale des eaux stagnantes, nous permettent d’observer facilement pendant la lielle saison (d’avril en juillet, suivant les espèces qui sont assez nombreuses aux environs de Paris) le phénomène de la conjugatiox. Ces algues, qui se différencient mal à l’œil nu des conferves, sont facilement reconnaissables au microscope, montées dans Feau, à leur protoplasma pariétal incolore renfermant, selon l’espèce, un ou plusieurs corps chlorophylliens énormes, roulés en spirales à tours plus ou moins serrés (fig. 222). Le végétal est formé de cellules cylindriques superposées ; chaque élément présente un noyau unique, nucléolé, logé au centre de la cavité, relié à la couche pariétale par des filaments protoplasmiques grêles. Dans les chloroplastides à bords sinueux se rencontrent (fig. 222) des granulations volumineuses [(nnylospJières) constituées par un cristalloïde [pyrénoïde) entouré de granules d’amidon. Pour analyser ces formations, une amplification de 500 diamètres est indispensable. On étudiera séparément l’amidon et le cristalloïde; pourmettrel’amidonen évidence, on immergera pendant quelque temps les filaments dans de l’acide acétique étendu et froid : le protoplasma <‘t les pyrénoïdes seront dissous, on lavera la préparation à Feau distillée et
TECHNIQUE SPÉCIALE
on la traitera finalement par le réactif iodé. En montant ensuite quelques lilaments intacts dans une solution aqueuse saturée d’acide picrique, on observera sans peine les pyrénoïdes. On acquiert aussi une bonne idée de la constitution des cellules des spirogyres en les traitant par l’alcool absolu après avoir essoré l’échantillon sur un morceau de papier à filtre. Après 24 heures de contact, on les plonge pendant une heure environ dans une solution alcoolique d’acide picrique, après quoi on les porte sous le microscope
Fig. 222. — Cellule de Spirogyra montrant Fig. 223, — Premiers temps de la conl’^'o^itioii le noyan central et le chloroplastide spi- chez nn Spirogyra.
râlé renfermant des amylosphères.
dans le réactif iodé-ioduréaprèsles avoir essoréesde nouveau avec du papier buvard : le protoplasma apparaît coloré en jaune pâle, le noyau en jaune foncé, les amylosphères en lie de vin. Les pyrénoïdes, nettement limités par un contour noir, se détachent fort bien au milieu de ces dernières.
On observera, dans l’eau, les filaments en voie de conjugation, en déposant sur la lame une certaine quantité de l’algue. Si l’on rencontrait parmi eux quelques échantillons dans lesquels le phénomène fût à son début, on ferait bien de les isoler et de les monter dans la chambre humide pour suivre la marche de la fécondation. Lorsque la reproduction doit avoir lieu, les filaments se rapprochent et se disposent parallèlement, deux par deux, en plaçant leurs cellules à peu près à la même hauteur, puis les deux cellules opposées envoient l’une vers l’autre un prolongement latéral. Ces prolongements ne tardent pas à se rencontrer, ils s’affrontent et contractent adhérence par leur extrémité (fig. 223) ; ils unissent fortement les deux fdaments; la figure de l’ensemble est celle d’une échelle. Les parties adossées des prolongements se gélifiant, le contenu des deux cellules réunies va pouvoir entrer en communication par le tube ainsi formé. A ce moment le protoplasma des cellules se contracte, les tours de spire des chloroplastides se resserrent et se mettent pour ainsi dire en contact, puis
l’un des deux filaments, jouant le rôle de mâle, envoie par les canaux de jonction le contenu de ses éléments dans les cellules de l’autre filament qui devient femelle. Les protoplasmes et les noyaux se fusionnent, les rubans chlorophylliens s’ajoutent bout à bout et, la contraction se continuant, l’œuf ou zijgospore, beaucoup moins volumineux que l’un quelconque de ses composants, à l’aise par conséquent dans la cellule femelle, s’isole de la plante mère en s’entourant d’une membrane de cellulose; plus tard de nombreuses gouttes d’huile apparaissent dans son intérieur (fig. 25, pl. XXXII).
Fréquemment aussi, la conjugation se fait entre cellules superposées d’un même filament qui produisent leur prolongement contre la paroi commune (fig. 25, XXXII, à droite). L’accolement est latéral ; il se forme un tube en U que traverse la cellule mâle pour se fondre avec la cellule femelle. Les botanistes ont longtemps réuni à tort dans un genre spécial (Rhynchonema) ces Spirogyra à conjugation latérale.
Le végétal qui se prête le plus facilement à l’observation des zoospores est le Cladophora glomerata, conferve ramifiée vivant dans les ruisseaux à eau courante, lixée aux pierres, où elle forme des touffes vertes. Les filaments qui la composent résultent de la superposition de colonies de symplastes protégées par des parois propres, simulant autant de cellules cylindriques placées bout à bout. Les rameaux et les ramuscules sont rapprochés en faisceaux. Les articles, examinés dans l’eau avec une amplification de 4 à 500 diamètres, laissent voir au-dessous delà paroi de cellulose un protoplasma pariétal contenant de nombreux chloroplastides polygonaux juxtaposés qui renferment eux-mêmes des amylosphères formées d’un pyrénoïde cristallin à 8 ou 10 faces, médian, entouré de granules d’amidon. Le réactif iodé, en colorantles noyaux en jaune et les amylosphères en violet, permet la distinction de ces corps, mais il est insuffisant pour montrer la constitution des pyrénoïdes; il faut, pour analyser ceux-ci, avoir recours aux procédés que nous avons donnés à la page précédente à propos des Spirogyra. On remarquera que les noyaux sont logés dans la couche pariétale.
Le contenu des articles change d’aspect au moment de la formation des spores : les grains de fécule disparaissent, la masse devient hrun olivâtre, les chloroplastides se segmentent et chaque partie développe une zoospore piriforme à rostre incolore, surmontée de deux cils divergents, présentant sur le côté un point rouge oculiforme bien marqué. Ces zoospores se massent dans le centre de la cellule tandis que le reste du protoplasma, retiré vers la paroi et surtout au sommet de la cellule, se gélifie, de même qu’une portion circulaire de la partie de la paroi voisine de l’extrémité supérieure. La gelée interne, en se gonflant, fait pression et amène V la rupture de la partie gélifiée de la paroi, 2” l’expulsion des zoospores par l’orifice précédemment
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formé. Quelques zoospores demeurent souvent dans l’intérieur de la cavité (fig. 28, XXXll) où ils s’agitent. On fixera ces petits organismes par le réactif iodé pour en observer les détails. La formation des zoospores commence ordinairement par les articles terminaux des rameaux et gagne ensuite de proche en proche les articles sous-jacents, de sorte que, lorsqu’on a la bonne fortune de tomber sur un rameau en prolifération, on y rencontre ordinairement tous les intermédiaires entre les cellules ordinaires et celles qui ont perdu leurs zoospores ; il faut ajouter cependant que le processus n’est pas toujours aussi régulier et que l’on trouve parfois des articles déhiscents au milieu d’articles non modifiés. 11 faut compter beaucoup sur le hasard dans cette recherche ; l’on peut cependant provoquerparfois la formation des zoospores en maintenant les Cladophora dans des vases plats ne contenant qu’une couche d’eau de un centimètre environ. On puisera chaque jour quelques filaments pour les examiner : le moment de l’apparition des zoospores est fort variable, leur formation incertaine.
Le Protococcus viridis plongé dans de l’eau pauvre en sels donne également naissance en peu de temps à des zoospores qui entrent en liberté par rupture de la paroi cellulaire.
La conservation des algues vertes avec leur coloration et leur faciès naturels a toujours préoccupé fortement les collectionneurs : il faut éviter surtout l’action des contractants. On recommande la liqueur du docteur Ripart : Eau saturée de camphre, 75; eau distillée, 75; acide acétique cristallisable, 1 ; et aussi le procédé suivant indiqué par M. Lapierre : plongez l’algue 30 à 40
secondes dans l’acide osmique à
lavez-la à l’eau distillée et montez-la
enfin dans la glycérine qui ne peut plus contracter le protoplasma coagulé par l’acide osmique.
Il est impossible d’étudier les algues, tant marines que d’eau douce, sans rencontrer ù leur surface ou dans l’eau qui les baigne de petits végétaux moiiocellulaires, appartenant à la même famille, qui sont les uns bruns : des Diatomées, les autres verts : des Desmidiées. Nous sommes donc conduits à parler de ces plantes et nous le faisons d’autant plus volontiers que les Diatomées ont attiré depuis longtemps l’attention des botanistes et qu’elles captivent toujours les débutants par leur élégance et leurs propriétés physiologiques spéciales.
Lorsqu’on se place à un point de vue véritablement pratique, il est impossible de conseiller pour l’étude une espèce quelconque, quelque vulgaire soitelle, car on ne peut donner le moyen de la récolter sûrement et à l’abri de tout mélange ; du reste, on no rencontre que rarement des gisements renfermant une espèce à l’état isolé. Pour ces raisons, nous étudierons les Diatomées d’une façon générale; les grosses espèces se prêtent également
bien à l’étude, et nous engageons le naturaliste à s’adresser pour la détermination à des ouvrages spéciaux : le livre de M. J, Brun, de Genève: les Diatomées des Alpes et du Jura^ se recommande entre tous par ses nombreuses planches qui reproduisent la plupart des Diatomées de nos contrées. Bien souvent, ces petits végétaux se présentent isolés; il en est aussi fréquemment autrement, car ils se multiplient surtout par scissiparité et les membres nouveaux restent fixés aux anciens par l’intermédiaire d’une masse gélatineuse. Les colonies ainsi formées prennent l’apparence de filaments (MelosiraJ ou de plaques arrondies (Meridion circulare)^ ou de masses dichotomes (Gomphonema) dont les extrémités portent seules les Diatomées, le reste étant constitué par la matière gélatineuse. Libres ou non, les Diatomées sont entourées par cette matière gélatineuse qui a reçu le nom de coléoderme . Les formes des Diatomées sont très variées, mais la paroi proprement dite est toujours divisée en deux parties inégales : les valves, qui peuvent glisser l’une sur l’autre étant agencées comme les deux membres d’une boîte (fig. 224 B). Un protoplasma nucléé est
Fjg. 224. — Pianularia vividis (l’explication de la légende se trouve dans le texle). D’après
Pfitzer.
contenu dans la boîte. Lors de la multiplication, les valves se séparent en entraînant avec elles une des moitiés du corps vivant. Chaque être nouveau se complète par la formation d’une valve, plus petite que celle qui existe : le fond de la jeune boîte. L’ensemble des valves est une fnistule. On distinguera donc dans une Diatomée deux faces valvaires, correspondant aux faces supérieure et inférieure de la boîte, et une face frontale ou côté con-
TKGHNIQUE SPÉCIALE
//^C'/Z/quimoiitrc le profil ou mieux remboîLement des deux valves (fig . 2 24, B). Les faces valvaires présentent dans presque toutes les espèces des saillies de formes variées, distribuées élégamment et d’une façon déterminée dans chaque espèce (A, fig. 224); la face frontale est ordinairement lisse et laisse seulement apercevoir sur ses bords le profil des saillies des faces valvaires (B, fig. 224).
Les deux valves sont fortement incrustées de silice, sauf, cependant, le long de la ligne selon laquelle se fera leur séparation. La caractéristique des espèces étant tirée en grande partie de la disposition et de la forme des saillies de la paroi, l’encroiitement de silice permet de détruire toutes les autres parties de l’individu et d’obtenir des préparations de la paroi, d’une grande netteté. Les ornements ont reçu, selon leur apparence, des noms différents : c’est ainsi que l’on appelle nœuds ou nodules de petites bosses lisses et arrondies semblables à celles qui sont représentées en (j et en k dans notre figure du Pinnularia viridis ; area, l’espace lisse et dénudé, m, qui entoure les nœuds; rapJié, la ligne saillante, r, qui s’étend d’un nœud à l’autre; stries, les saillies nombreuses, allongées et parallèles, a, recouvrant les deux faces valvaires. Une amplification de 1000 à 1500 diamètres et la lumière oblique sont quelquefois nécessaires pour l’étude de ces ornements de la paroi; un grossissement de 400 fois et la lumière droite suffisent, il est vrai, le plus souvent. (V. page 15.)
Le contenu est coloré par des chloroplastides dont la teinte verte est voilée par une matière brune : la diatomine ou endochrome, que l’on fait disparaître facilement par la chaleur, l’alcool, les acides; elle manque du reste chez les végétaux morts. Les chloroplastides ont la forme de plaques chez les Placochromaticées (Navicula, Gomphonema, Synedra), de granules chez les Coccochromaticées (Melosira).
Les Diatomées se rencontrent au bord des étangs ou des ruisseaux, là où l’eau est peu profonde et peu éclairée, parfois à la surface sous forme d’écume, mais plus souvent au fond, recouvrant les cailloux et la vase; on les trouve aussi le long des rochers maintenus humides par un écoulement d’eau constant ; enfin, un certain nombre adhèrent aux végétaux submergés ou vivent entre les filaments des algues. Leurs colonies sont toujours reconnaissables à leur teinte fauve ; les Desmidiées se rencontrenà peu près dans les mêmes conditions, mais sont colorées de vert. Pour les recueillir, la saison froide est la plus propice, on arrachera une pierre du fond et on la brossera avec un pinceau dans une cuvette d’eau ; on passera une cuiller à la surface de la vase de façon à enlever les particules qui la recouvrent, la récolte sera conservée sous l’eau ; on séparera les Diatomées du sable par lévigation : en raison de leur légèreté elles se précipiteront en dernier lieu, ou mieux, en abandonnant la masse dans une
assiette et dans un lieu éclairé, mais à Fabri du soleil : après un, deux, trois jours, les Diatomées viennent à la surface du dépôt où on peut les récolter avec un pinceau après avoir décanté Feau. En faisant courir entre le pouce et Findex, rapprochés et disposés parallèlement, les plantes aquatiques, on en détachera un mucus qui retiendra les Diatomées qui étaient fixées à leur surface. Les conferves seront égouttées sans pression aucune, rapportées dans un vase à la maison où on les agitera violemment dans une cuvette d'eau. On grattera la surface du rocher, on écumera la surface des eaux et on jettera le produit dans une éprouvette en l’agitant afin d’amener la précipitation des diatomées que l’on séparera ainsi des ordures plus légères. M. de Brébisson conseille pour isoler les Diatomées, d’enfermer la matière première dans un nouet de linge que l’on place au milieu d’une assiette pleine d’eau ; les végétaux qui sont mobiles traversent la membrane et se répandent dans le liquide. Les Diatomées se déplacent en effet par saccades, selon leur grand axe, sous l’influence de la lumière ; le fait est intéressant et très facile à constater sur les Diatomées montées dans Feau. Comme ces plantes ne sont pas toutes également sensibles à cette action, les préparateurs habiles parviennent, en combinant les lévigations et Faction de la lumière, à isoler certaines espèces. Dans tous les cas on versera les Diatomées dans un vase à précipité et, lorsqu’elles en auront gagné le fond, on décantera la plus grande partie de Feau de façon à rassembler la récolte dans quelques grammes d’eau. Les prises se feront avec une pipette, après agitation du vase pour détacher les petites plantes de la paroi. On étudiera d’abord les Diatomées vivantes, on fera ensuite une préparation spéciale de leur squelette. La première opération aura lieu dans Feau ; pour observer également les faces valvaires et connectives, on imprimera avec l’aiguille de petites secousses à la lamelle pour obliger quelques frustules à se retourner. La deuxième opération réclame plusieurs jours; jusque dans ces derniers temps on détruisait la matière organique soit par la chaleur en calcinant les Diatomées sur une lame de platine, soit au moyen de Feau régale, soit en les traitant à une très douce chaleur par de l’acide chlorhydrique auquel on ajoutait petit à petit quelques cristaux de chlorate de potasse. L’action, dans le dernier cas, réclamait plusieurs jours et demandait à être terminée V par une immersion de 48 heures dans l’alcali volatil, après lavage h Feau, 2“ par Faction, prolongée pendant un temps au moins égal, de l’acide nitrique concentré et froid. Il y aurait toujours lieu de débarrasser les frustules, par de Feau acidulée d’acide chlorhydrique, de l’oxyde de fer qui les souille. M. Brun tient le procédé suivant comme supérieur à tous : « Si l’on a un magma frais de Diatomées encore humides, on y ajoute des cristaux de permanganate de potasse et très peu d’eau (1 partie de sel pour 10 d’eau). La réaction doit durer
TECHNIQUE SPÉCIALE
12 lieiircs. Il est bon cragiler le mélange mis au fond d’une fiole de 100 grammes et de placer cette fiole sur un fourneau chaud ou au soleil. 11 faut ensuite remplir à moitié d’eau la fiole et ajouter un peu de magnésie calcinée (environ 50 centig.) qu’on laisse agir pendant 2 ou 3 heures, en agitant quelquefois. On verse alors, par petites doses de 1 gr. au plus et de 10 en 10 minutes de l’acide chlorhydrique. L’opération est terminée lorsque le contenu de la fiole est décoloré. On procède ensuite aux lavages, qui doivent être faits à l’eau distillée, et aux décantations habituelles. »
On monte quelquefois les Diatomées à sec, dans l’air; ce mode est défectueux. Il vaut mieux déposer sur une lame les frustules parfaitement lavées à l’eau distillée, les sécher complètement à une douce chaleur, les imbiber d’essence de térébenthine et les monter finalement dans le baume de Canada ou la solution chloroformique de résine clammar. On chauffe pour provoquer l’ébullition du véhicule et l’on enlève le feu aussitôt après les premières bulles.
Les Diatomées que l’on rencontre le plus souvent dans nos eaux sont les naviciilcs (?z, fig. 12, pl. XL), la Synedra tennis (sy, même figure), les Pinnularia viridis (pi, fig. 13, même planche), le Merddion circidare [mi\ fig. 14, pl. XL), le Synedra Ulna [sg, même figure) et les Gomphonema reconnaissables à leur pédoncule gélatineux et à leur forme en cône tronqué lorsqu’elles sont vues du côté connectif, celui qu’elles présentent ordinairement à l'état vivant.
Le guano, certaines terres, le tripoli contiennent des Diatomées à profusion. Pour en obtenir des préparations, on pulvérisera la masse avec les doigts, on tamisera, puis l’on traitera la poudre par un des procédés ci-dessus indiqués. Il est bon de séparer au préalable la silice par lévigation.
Depuis quelques années les falsificateurs ont substitué la gélose à la gélatine dans la confection des gelées alimentaires, mais cette nouvelle fraude peut être constatée aussi facilement que l’ancienne, car la gelée tirée des algues retient toujours un certain nombre des Diatomées commensales de celles-ci et leurprésence dans la confiture ne laisse pas de doute sur la supercherie. Le laboratoire municipal de Paris les recherche de la façon suivante : il soumet à la dialyse 100 gr. de confitures; la gélose qui demeure dans l’appareil est jetée sur un filtre. Celui-ci et son contenu sont ensuite brûlés au moyen d’un mélange de 1 partie d’acide sulfurique et de 3 parties d’acide nitrique. L’opération terminée, on étend d’eau, on laisse reposer vingt-quatre heures. On décante doucement et l’on examine le résidu au microscope. Nous reproduisons, dans notre figure 22 de la planche XXXII, un Arachnoïdiscus trouvé ainsi dans une gelée de groseilles.
Les Desmidiées se rencontrent dans le fond des mares qu’elles tapissent.
Gilles recueillera comme les Diatomées. Elles seront étudiées dans l’eau et conservées à la façon des algues vertes. Les deux plus communes sont : 1" le Cosmarium hotnjtis qui affecte la forme de deux hémisphères, opposées par leur face plane, fixées en regard par une portion tubulaire
'Fig. 225. — Agglouaeratioii de Diatomées fossiles appelée Farine fossile (d’après L. Marchand).
médiane, rétrécie; 2° le Closterümi liinula (c/, fig. 13, pl. XL) croissant verdâtre, divisé en deux parties symétriques qui se terminent l’une et l’autre par une petite vacuole arrondie, incolores, dans laquelle s’agitent du mouvement brownien de nombreux granules. Les Desmidiées se reproduisent, comme les Diatomées, par conjugation, mais comme il faut compter absolument sur le hasard pour observer ces faits, nous les laisserons de côté.
Nous observerons maintenant le Nostoc commune^ algue olivâtre qui se présente, lorsqu’elle est en bon état, en masses gélatineuses ondulées, plissées, de la grosseur du pouce ; elle devient noire et papyracée par la dessiccation. On la rencontre sur la terre nue, dans les lieux humides ou dans les pâturages après la pluie ; les bords de la Bièvre à Gentilly, près Paris, en sont riches. On choisira pour l’observation la partie qui semble la plus transparente sur les bords du thalle, on la portera dans une goutte d’eau sur le porte-objet où on l’étalera autant que possible et, la recouvrant d’une lamelle, on la soumettra à une légère pression. Cherchant ensuite avec une amplification de 300 diamètres au moins les parties les plus trasparentes, on distinguera (fig. 23, pl. XXXIl) au milieu d’une masse amorphe gélatineuse, des files sinueuses de cellules olivâtres, sphériques, ayant l’aspect de véritables chapelets, car on rencontre çâ et là sur leur parcours et aussi à leurs deux extrémités des cellules plus volumineuses, incolores ou jaunâtres : les ïiétérocystes^ h, qui partagent le filament en autant de
TECHNIQUE SPÉCIALE
portions ou hermofjonies. Les liélérocystes épaississent d'une façon sensible leur paroi en leur point de contact avec les cellules colorées ou cellulesarticles^ ca. Ces dernières peuvent à un moment donné se gorger de matières nutritives, s’accroître sensiblement, enfin se recouvrir d’une membrane nouvelle et se transformer ainsi en spore.
Il est certes beaucoup plus commode, lorsqu’on peut disposer à' Azolla caroliana, d’étudier les Nostocbinées sur XAnabœna azollea, qui vit en commensal dans les lacunes dont sont creusés les lobes flottants de la feuille de cette plante. Il suffit en effet de dilacérer une de ces feuilles sur le porte-objet dans une goutte d’eau et d’exercer ensuite avec la lamelle une légère pression sur la préparation pour mettre en liberté dans le liquide un grand nombre de chapelets semblables à ceux que nous avons décrits chez laNostoc commune ; mdâs ceux-ci sont isolés, dépourvus d’une enveloppe commune de gélatine.
Les OsciLLAiREs sont aussi des végétaux filamenteux qui, bien qu’appartenant au groupe des Cyanopliycées (algues bleues), peuvent cependant se présenter avec des couleurs toutes différentes : V Oscillaria nixjra est brun foncé. Ces végétaux sont très communs et se rencontrent dans les mares, les eaux malpropres, les égouts, à la partie inférieure des murs et des maisons humides souillées de débris organiques oii elles forment un revêtement vert bleuâtre, brun ou noir. Recueillies et jetées dans un verre contenant de l’eau, elles grimpent au-dessus du liquide, formant du côté du jour une sorte de voile qui baigne en partie dans l’eau, ce qui permet de les obtenir à l’état de pureté. Ces végétaux sont constitués par des cellules discoïdes empilées en nombre variable et dont on a parfois une certaine difficulté à apercevoir les cloisons séparatrices (o et 05, fig. 12 et 13, pl. XL). Chaque cellule renferme un protoplasma granuleux, dépourvu de noyau. En fixant un filament au milieu du champ et le considérant pendant quelque temps avec attention, on pourra constater que sa masse entière est animée d’un mouvement de progression, puis que son extrémité oscille lentement de droite à gauche et en sens inverse. Ces choses peuvent s’observer sur toutes les espèces déposées dans l’eau; il est du reste difficile d’indiquer une espèce plutôt qu’une autre comme sujet d’étude, en raison des difficultés de la détermination et, en fait, la chose a peu d’importance ; les filaments les plus volumineux sont les meilleurs. Ces végétaux se multiplient uniquement par scissiparité.
Une algue plus simple, monocellulaire, est le Porphijridium cruentum, qui doit son nom à sa coloration rouge foncé. On la rencontre toujours en nombreuse société, reliée à ses congénères par une masse gélatineuse, recouvrant la terre et les murs humides salpêtrés de nappes rouges que le vulgaire prend souvent pour des taches de sang. Si l’on distrait un peu de
la masse et qiÉon la dissocie dans Teau, on rencontre dans le liquide de la préparation des cellules rouges de deux formes différentes : les unes, qui semblent libres, sont sphériques, limitées par une paroi tellement fine qu’on a cru longtemps quelle manquait (fig. 24, XXXII, a), les autres sont polygonales, englobées dans la matière gélatineuse (ô, même figure). Ce végétal semble ne se multiplier que par segmentation; les éléments nouveaux restent fixés aux anciens par la masse gélatineuse fondamentale.
