TRAITÉ PRATIQUE DE AIIGROGRAPHIE

formes, pouvant atteindre, à l’état d’adulte, 22 ti. de long et 5 p- de large.

Nous terminerons par le S. albicans, champignon du muguet, qu’on se procure aisément, mêlé à des cellules épithéliales, en grattant avec un scalpel la surface des ulcérations que l’on constate sur les côtés de la langue, à sa face inférieure ou vers les dernières molaires. On le montera préférablement dans de l’eau aiguisée d’acide acétique qui rend les cellules épithéliales plus transparentes. Les éléments de ce végétal sont cylindriques, beaucoup plus longs que larges; ils sont disposés en files et de

Fig. 231. — Saccharomyces albicans (d'après L. Marchand).

légers étranglements indiquent les points de jonction (fig. 231). Des bourgeons arrondis se développent en très grand nombre aux extrémités des cellules et y restent longtemps fixés en massifs muriformes. Cultivés sous cloche, à l’abri de l’eau, sur des tranches de carottes, ces bourgeons donnent des cellules arrondies de 4 \j^ de diamètre.

Nous observerons la formation des conidies chez les agents de la FERMENTATION GAELIQUE t le PeïiicUlhim glaucn77i et le Ste7'ig77iatocystis iiigei^ dont on provoquera le développement en faisant un décocté de 30 gr. de noix de galles dans 500 gr. d’eau, filtrant la liqueur bouillante et l’abandonnant au repos et à l’air, à SO*", dans un cristallisoir après l’avoir additionné de 0,1 pour 100 de nitrate d’ammoniaque et d’autant de cendres de levures ou, plus commodément, de phosphate d’ammoniaque. Deux ou trois jours après, la surface du liquide présentera des îlots blanchâtres qui se recouvriront bientôt les uns, ceux qui sont formés par le Pénicillium, d’une efflorescence verte, les autres, qui sont constitués par le Sterigmatocystis, de points noirs. Tl arrive cependant de voir le Pénicillium se développer seul dans les liqueurs pauvres en tanin, et le Sterigmatocystis se présenter sans mélange dans les solutions renfermant pins de 10/0 de ce produit. On fera bien de ne pas attendre longtemps après l’apparition de ces teintes

TKCllNlgUE SPÉCIALE

qui annoncent la formation des spores pour détacher avec des ciseaux fins quelques parcelles tenues au milieu des parties colorées et les porter dans l’eau sous le microscope. Dans tous les cas, on se trouvera en présence d’un feutrage d’hyplies incolores, cloisonnées, le thalle, sur lesquelles se dressent à angle droit les filaments porteurs de conidies. Là, s’arrête la similitude ; chez le Pénicillium les filaments fertiles sont cloisonnés, divisés et se terminent (fig. 12, pl. XXXII) par des rameaux de plus en plus petits à l’extrémité desquels hourgeonnent successivement de petites spores sphériques vertes qui se disposent en chapelets. Les filaments conidifères du Sterigmatocystis ne sont point cloisonnés ; ils se terminent, à première vue, par une grosse sphère (fig. 13, XXXII) couverte de spores noirâtres, mais si Ton vient à imprimer à la lamelle une série de déplacements de haut en bas de façon à désorganiser ces sphères, on finit par remarquer que le filament se termine par une cavité volumineuse arrondie (dontnous avons simplement indiqué une partie infime en A fig. 14, XXXII) supportant de nombreux rameaux R, donnant eux-mêmes insertion à des ramuscules r, au sommet desquels se produisent les conidies sphériques et noires représentées en c. Pour ne point laisser la porte ouverte à de fausses interprétations, nous ajouterons que ces végétations superficielles ne produisent pas le dédoublement du tanin et que, loin de là, elles se développent aux dépens de ce corps. Le mycélium n’agit comme ferment qu’à l’état submergé, et bien qu’alors il ne porte pas de spores, on peut encore reconnaître le Pénicillium à ses flocons irisés, denses, constitués par des filaments plus minces que ceux du Sterigmatocystis dont l’enchevêtrement est plus lâche et ne donne point lieu à des jeux de lumière.

Si l’on possédait des spores de l’une ou de l’autre espèce, on pourrait procéder autrement (celles du Pénicillium sont fort communes, elles constituent la poussière verte qui recouvre les objets moisis) et les ensemencer enles projetant à lüLsnrïsiCe àii liquide de Raulùi, dont on remplirait à moitié une cuvette de photographe, recouvrant d’une lame de verre et maintenant le tout à l’étuve à 3o°. La composition de ce liquide nutritif fameux est la suivante :

Eau

Sucre candi

Acide tartrique.

Nitrate d’ammoniaque. . . .

Phosphate d’ammoniaque

Carhonate de potasse

Carbonate de magnésie. . .

Sulfate d’ammoniaque

Sulfate de zinc

Sulfale de fer

Silicate de potasse

L’on s’adressera pour l’observation des asques aux pézizes, helvelles et morilles, cliampignons volumineux, comestibles, que l’on se procure facilement sur les marchés ou dans les bois. Les filaments sporifères recouvrent toute la partie supérieure du réceptacle qui est lisse chez les pezizes et les helvelles, fortement tourmenté chez les morilles; ils y sont disposés parallèlement, pressés les uns contre les autres, formant une membrane : \ hyménium. On découpera dans cette partie une lamelle ayant 5 à 7 mm. de côté, on la fixera dans la pince de sureau et, l’y maintenant avec délicatesse, on la débitera en coupes aussi minces que possible que l’on étudiera dans l’eau. On obtiendra ainsi, en plus de l’hymenium (fig. 18, pl. XXXII), la couche sous-hyménialey shy, elles filaments qui constituent la masse du réceptacle. Ceux-ci sont fort volumineux chez la Peziza vesiculosa qui nous a servi d’exemple, comparés à ceux de la couche sous-hyméniale, dont les éléments extrêmes, très fortement allongés, se disposent parallèlement pour former l’hymenium. On rencontre dans celui-ci deux éléments différents : les uns {pa) minces, 3-4 fois moins larges que les seconds, sont stériles et portentle nom àepa?^ap/iyses: les autres fertiles, contiennent 8 spores elliptiques protégées par une paroi bien distincte; ils renferment en outre une matière granuleuse, mélange de substance albuminoïde et de glycogène qui se colore en brun-acajou sous l’action de la solution iodéeiodurée. Ces éléments sont les asques ou thèques montrant leurs ascopores.

La plupart des Lichens permettent aussi d’observer des asques, mais ce n’est pas pour cette raison que nous les étudierons, mais bien pour apprendre à connaître le consortium d’algue et de champignon qui constitue ces végétations. Nous prendrons d’abord le Parmelia parietina^ lichen fort commun sur les troncs des arbres âgés, reconnaissable à son thalle foliacé, arrondi sur les bords, jaune verdâtre, portant çà et là de petites

Fig. 232. — Portion de thalle du Parmelia paridhia montrant des apothécies.

coupes plus foncées, siège des asques, appelées apothécies (fig. 232j. Nous choisirons un fragment de thalle portant une ou des apothécies bien développées et, l’ayant encastré dans la pince de sureau, nous le débiterons en tranches aussi minces que possible et nous monterons dans la glycérine acétique celles qui passent à la fois par les asques et le thalle. Ces préparations vues avec une faible amplification (fig. 33, pl. XXXII) montreront un tissu incolore t, le champignon, bordé de brun en certains points.

TECIINIOUE SPÉCIALE

parcouru par une bande verte s^étendant sans discontinuité parallèlement à la face supérieure : la couche gonidiale^ g, constituée par l’algue. Une amplilication plus considérable montrera dans le tballe du champignon (fig. 34, XXXII) une couche corticale^ cc, formée par des fdaments polygonaux, pressésles uns contre les autres, et une couche médullaire^ cm ^ dans laquelle les filaments arrondis s’enchevêtrent en laissant entre eux de larges méats. L’algue commensale y, est monocellulaire, sphérique, logée entre tes filaments supérieurs de la couche médullaire. Les apothécies sont tapissées par le mélange d’asques claviformes «, et de parapliyses, que nous connaissons. La paroi des asques, constituée par de la lichénine, se colore en bleu par l’iode.

On peut aussi s’adresser au Cetraria Islandica que l’on peut se procurer dans toutes les officines, et le traiter comme le précédent après l’avoir fait tremper quelques heures dans l’eau. Il présente les mêmes éléments avec ces différences qu’entre l’écorce et la moelle se rencontre une couche dense de filaments dont la direction est perpendiculaire à celle des cellules de la couche corticale et que les gonidies, toujours sphériques, s’avancent assez profondément dans la moelle sans former cependant une seconde bande sur la face inférieure du thalle, comme c’est ordinairement le cas pour les lichens fruticuleux. Il nous présentera des faits nouveaux : si l’on examine avec un peu de soin les bords du thalle, on les trouvera hérissés d^un grand nombre de petites productions colorées (fig. 233), simples ou ramifiées, simulant des poils : ce sont des spermogonies^ c’est-à-dire des conceptacles dans lesquels se produisent à l’extrémité des filaments qui les tapissent des spores linéaires, très petites, appelées spermaties, et qui appartiennent au champignon de même que les asques. On détachera quelquesunes de ces proéminences et, les plaçant entières dans la glycérine acétique, on recherchera la perforation qu’elles présentent au sommet ('fig. 234); en en couchant d’autres dans la pince de sureau, on s’efforcera d’en obtenir des coupes longitudinales minces passant par le conceptacle afin d’étudier le mode de formation des spermaties.

Les asques ne sont point toujours externes ; la truffe [Tuber melanosporum) nous permet de le constater. Si l’on vient à tailler sur la face externe de ces végétations un cube d’environ 1 centim. de côté de façon à en obtenir des coupes de grande étendue, on distinguera sur celles-ci, avec une amplification faible, une zone foncée formant le revêtement, puis une couche plus claire, beaucoup plus épaisse, homogène, de laquelle partent à angle droit deslames d’un tissu semblable, s’enfonçantà l’intérieur etlimitant desespaces occupés par un tissu moins dense, creusé d’un grand nombre de chambres sphériques occupées par des granules noirs : les asques et les spores. Avec un grossissement de 300 diamètres la partie externe foncée, qui forme avec

la suivante le péridiimi, se montre constituée par des éléments polyédriques {pe, fig. 6, pl. XXXIIJ à paroi épaisse, colorée de brun; les filaments qui viennent au-dessous /7iy,sont aussi pressés les uns contre les autres, mais leur paroi est mince et leur union devient moins intime dans la partie profonde. Les lames perpendiculaires au péridium ont la même structure que la partie

Fiu. 234. — Speniiogouies ut spermaties du Ce- Fjg. 235. — Claviceps purpurea. a, ergot portuiil traria Islandica. des réceptacles ; b, coupe loiigitudiiiale uié-

diaiie d’uii réceptacle ; c, un coiiceptade très grossi ; d, asque émettant ses spores.

intérieure de celui-ci fVoy. la partie droite de la figure 7, XXXII) ; leurs lilaments enchevêtrés se déjettent peu à peu latéralement pour former les amas de tissu spongieux au milieu duquel leurs éléments terminaux se renflent en sphère et produisent successivement quatre spores noirâtres hérissées de pointes dans l’espèce qui nous occupe, se transformant ainsi en asque. On substitue parfois à cette espèce, la truffe fouine [Tiiber 7neseiitericum] qui lui ressemble assez extérieurement, mais que l’on reconnaîtra facilement à ses spores réticulées. Au point de vue qui nous occupe, la chose a peu d’importance, la structure étantlamême dans les deux espèces.

L’ergot de seigle des pharmaciens nous fournira un exemple de sclérote. On en fera des coupes transversales et longitudinales que l’on montera dans l’eau ou la glycérine acétique. La structure de ce petit corps est simple : il est enlièrement constitué par des lilameiils de cellules à parois

niinccs conlonaiiL on quantilo une huile réfringente qui devient plus visible après action do Tiode.Les fdaments extérieurs [ex^ fig. 8, pl. XXXII) sont teints de violet et dus à la superposition de cellules cylindriques, assez longues, courant parallèlement au grand axe de l’ergot. Les éléments des filaments internes, incolores, sont ordinairement moins allongés, niais ils ne sont pas aussi courts que certains le prétendent; leur marche est onduleuse, et, selon la direction dans laquelle les a rencontrés le rasoir, ils se présentent iin^ même fig.) avec une cavité arrondie ou elliptique. On jugera mieux do leur forme véritable sur les bords des déchirures des coupes où l’on rencontre souvent quelques parties de filaments détachées ; les cellules qui les forment y ont habituellement une longueur qui surpasse cinq ou six fois leur largeur. J’ai obtenu plusieurs fois les asques du Claviceps piirpiirea (fig. 235) en maintenant sur du sable mouillé et à une température moyenne de 15" des ergots de l’année, mais il ne me paraît pas que l’on puisse compter sur leur production, qui demande au minimum trois mois et est toujours fort capricieuse, pour approvisionner un laboratoire d’enseignement. En tout cas, on pratiquerait des coupes longitudinales du réceptacle et, se servant d’un faible grossissement, on étudierait d’abord la disposition des conceptacles en forme de bouteilles, propres aux Pyrénomycètes^^xnÿ, avec une amplification de 500 diamètres au moins on observerait un conceptacle pris en particulier c, et les asques, renfermant huit spores filiformes qu’ils contiennent.

Basidio3iycètes. — Nous rechercherons d’abord les organes reproducteurs caractéristiques des champignons de ce groupe chez V Agaricus campeUrh dont nous connaissons la structure du chapeau (pag. ii2). Nous choisirons un champignon bien développé dans lequel l’anneau, séparé de la marge, n’a plus d’adhérence qu’avec le pied, et laisse par conséquent voir facilement les lamelles rayonnantes support des basides. Ces lames hyméniales seront lie de vin pour se présenter en état convenable. Après avoir étudié leur disposition et leur attache sur un champignon entier, puis sur le même coupé longitudinalement en deux parties symétriques (fig. 236), on enlèvera trois ou quatre feuillets voisins et on les appliquera sans les isoler contre la face plane d’une moitié de bâton de moelle pour en obtenir, au moyen d’un bon rasoir et sans les léser, des coupes aussi fines que possible que l’on portera dans l’eau afin qu’elles y reprennent leur faciès primitif. L’ensemble de chaque coupe, vue à l’œil nu, aura l’aspect de la partie A de la figure 237. Si l’on étudie ces lames avec une amplification peu considérable d’abord (B), très forte ensuite (C et fig. 19, XXXIl), on verra qu’elles sont formées de filaments sensiblement parallèles, mais qui se déjettent cependant un à un vers la périphérie où ils forment une couche sous-byméniale 5%, de petites cellules pour se terminer au delà par de longs éléments réunis en une

membrane : Yhyménium. On trouve dans celui-ci des cellules claviformes, jes par'cipJujses, et des basides h, éléments de même forme que les précédents, mais s’en distinguant par deux prolongements grêles, les stérigmates st^ à

Fg. 236. — Agaricus caynpestris .

Coupe longitudinale montrant l’anneau et la disposition des lames hyméniales.

Fig. 237. — Étude de l’hyinénium de V Agaricus campestris (voir le texte).

Fig. 238. — Polyporus ignarius.

Coupe longitudinale de la région hyméniale; h, hy plias; s, paraphyses ; h, basides ; rf, cystides.

l’extrémité desquels s’insèrent latéralement une spore elliptique sp^ qui tombera en laissant le stérigmate en place.

On peut remplacer l’Agaric comestible par le cèpe ou la cbanterelle, mais il est préférable de s’adresser aux coprins, russules, polypores (fig. 238) dont l’hyménium présente un troisième élément, des cystides, que certains regardent comme des basides avortées et qui se distinguent par leur taille considérable et leur forme en massue, en fer de lance [d, fig. III), ou leur terminaison amincie. Ces organismes sont surtout communs sur la tranche des lames. Les Agaricinées seront traitées comme le champignon dont nous venons do parler; quant aux polypores et aux bolets, on les étudiera sur des coupes transversales pratiquées dans la région des tubes; ces coupes seront perpendiculaires à la direction de ceuxci. On devra même se borner avec les polypores à opérer sur la partie extrême des tubes, voisine de leur ouverture, qui peut seule montrer des basides si le champignon a plus d’une année.

En pratiquant des coupes très minces, perpendiculaires à la surface de ce champignon gélatineux, cérébriforme, jaune orangé, quel’on rencontre en hiver et au printemps sur les branches mortes : le Tremella mesenterica , on Dourra, si l’on a eu soin de le recueillir recouvert d’une efflorescence jau-

TECHNIQUE SPÉGIAT.E

nâtre, sc faire une bonne idée de la structure des Trémellinées et observer une nouvelle variété de basides. La masse est uniformément composée (fig-. 9, pl. XXXII) d’hyphes A, largement séparées par un mucilage incolore (J. Vers la surface, les filaments se renflent à leur extrémité en une tête sphérique contenant un protoplasme orangé. Ces sphères sont simples d’abord ; elles se découpent bientôt par des cloisons perpendiculaires en quatre quartiers et sur le sommet de chacune des basides b, ainsi développées, se produit bientôt un stérigmate qui s’allonge jusqu’à ce qu’il fasse saillie au delà de la surface gélatineuse, où il donne naissance à une spore blanchâtre s/?, qui contribue à la formation de l’efflorescence dont nous avons parlé.

Urédinées. — Le type classique des végétauxde cet ordreest fourni par le Piiccinia cjraminh^ la rouille des céréales. Ce végétal étant hétéroique ^ il est indispensable d’entrer dans quelques détails de son histoire pour permettre la récolte d’échantillons propices à l’étude. Le parasite envahit l’épine-vinette vers la fin d’avril et y développe son mycélium filamenteux [m, fig. 1, pl. XXXII) entre les cellules du mésophylle; huit à dix jours après, la face supérieure de la feuille se recouvre de points rouges (il s’en forme aussi quelques-uns sur la face inférieure), qui sont des con. ceptacles en forme de ballons, appelés écidioles, véritables spermogonies productrices des spermaties. Dix à quinze jours plus lard apparaissent sur la face inférieure des taches orangées, conceptacles en urnes ou écidies qui produisent des conidies orangées. Les écidiolispores propagent indirectement la maladie sur les Berberis ; les écidiospores ne germent que sur certaines Graminées : le blé, forge, favoine, le chiendent, qif elles contaminent. Lanouvelle infection se fait verslafin de mai, et, dès le milieu de juin, apparaissent sur la tige et les feuilles, surtout sur la partie engainante de celles-ci, des taches couleur de rouille en forme de nacelle : Yuredo ou rouille orangée des cultivateurs, qui par ses xirédospores propage la maladie sur les Graminées. Lorsque la saison s’avance, les taches se foncent peu à peu pour devenir noires en fin de compte ; le fait est dûàla production de spores nouvelles : les téleutospores, qui, avec le temps, se substituent entièrement aux urédospores (rouille noire). Les téleutospores passent l’hiver fixées sur les Graminées et ne germent qu’au printemps pour produire des spores spéciales, sporidies, qui ne se développent que sur l’épine-vinette, pour renouveler le cycle des phénomènes que nous avons décrits.

Nous récolterons donc les feuilles de Berberis vers la fin de mai (elles se conservent bien dans falcool à 90°) ; nous découperons dans leur intérieur des lamelles portant à la fois des écidioles et des écidies et nous en ferons des coupes transversales que nous monterons dans l’eau ou mieux dans la

glycérine étendue, alcalinisée par la potasse. Une amplification faible (fig. 239, G) nous fera saisir les dilTérences de forme et la répartition des deux variétés de conceptacles. Un grossissement de 300 diamètres est ensuite indispensable pour analyser Fécidiole; on peut employer des objectifs moins puissants dans f étude des écidies. Les spermogonies (œ, fig. 1, pl. XXXII) sont logées dans le tissu en palissade; jeunes, elles sont protégées par l’épiderme qu’elles percent plus tard pour laisser échapper par l’orifice un pinceau de poils et des spermaties minuscules, elliptiques, qui prennent successivement naissance de l’extrémité des filaments tapissant la chambre (fig. 9 XXXII). Les écidies {ec, fig. 1, XXXII) sont beaucoup plus volumineuses ; elles se développent aussi au-dessous de l’épiderme qu’elles percent également pour prendre finalement la forme d’une coupe limitée par un ppridmm,p^ constitué par une assise unique de cellules polyédriques, orangées, chagrinées; on trouve au fond un véritable hyménium de cellules parallèles, produisant chacune un long chapelet de spores arrondies et orangées (fig. 3, XXXII).

Agissant maintenant sur des Graminées, nous étudierons la rouille soit au moyen de coupes transversales du végétal contaminé, passant par lestaches (fig. 239, A, D), soit, plus rapidement, en grattant les points attaqués avec Taiguille h cataracte et dissociant le produit dans une goutte d’eau (fig. 4- 5, XXXII). La coupe montrera les filaments du champignon faisant saillie à l’extérieur par une déchirure de l’épiderme, implantés d’un côté dans le végétal, terminés de Tautre par les spores; les préparations obtenues par arrachement fourniront les spores en bon état accompagnées d’une partie du filament générateur. La rouille rouge doit sa coloration aux urédospores qui sont assez volumineuses (fig. 5, XXXII), hérissées de petits tubercules et présentent nettement sur leur équateur quatre pores équidistants par lesquels s’effectue la germination. Les téleutospores de la rouille noire sont géminés ; ils ont une paroi brune fort épaisse (fig. 4, XXXII). En maintenant au printemps des fragments de Graminées atteintes de la roui! le noire, dans une atmosphère humide et à une température douce, on verra sortir, après un temps fort variable, de chaque cellule des téleutospores un filament cloisonné (B, fig. 239) dont les quatre éléments terminaux, qui sont considérés comme des basides par certains auteurs, donnent chacun naissance, à l’extrémité d’un prolongement comparable au stérigmate, à une petite spore arrondie, la sporidie, qui, emportée parles vents, contaminera l’épine-vinette.

L’on rencontre souvent dans les blés, des épis rabougris couverts d'une poussière noire ; ils sont atteints de la maladie du charbon causée par une UsTiLAGiNÉE, YUüUacjo cai'ho. Si on recueille un peu de cette matière noire et si on l’observe dans l’eau après l’avoir dissociée avec les aiguilles, on

^'ECirNIOlIE SI^KGIALK

Iroiivera (fig. 11, XXXII) qu’elle est constituée par deux corps dilférents : V des lilaments gélatineux, le mycélium m, altéré, et, 2” de nombreuses petites spores noires, arrondies, échinulées, retenues en partie par la substance précédente, Les IJslilaginées ont en effet pour caractère de gélifier de

Fig. 230. — Puccinia graminis. C, écidie ot Fig. 239 bis. — Cystopus candidus. A, filament écidioles sur la feuille de Berlieris; A, mélange mycélien/’portantdes snçoirsA ; B, branches d’urédospores et de télentospores ; D, rouille sporifères ; (j,D, E, formation des zoospores; noire ; B, formation des sporidies. F, G, germination des spores (d’après de Bary'i.

lionne heure leur réceptacle sporifère pour satisfaire à la nutrition des spores.

La ROUILLE RLANCUE DES Crucifères ost uiio maladie qui attaque fréquemment le Thlaspi Bu?\sa-Pastoris des environs de Paris; elle est causée par une péronosporée : le Cystopus candidus qui développe son mycélium dans les méats du végétal, tout en se nourrissant au moyen de suçoirs qu’il envoie dans la cavité des cellules voisines, comme on peut l’observer facilement sur des coupes longitudinales de tiges montées dans l’eau ou la glycérine alcalinisées par la potasse (A, fig. 239 bis). Il se multiplie par des conidies et aussi par des œufs qui prennent naissance à l’intérieur du végétal contaminé par copulation d’un pollinide et d’un oogone ; nous laissons ces derniers de côté. Pour former les conidies, le Cystopus déve-

loppe en certains points, au-dessous de l’épiderme, un véritable hyménium de filaments claviformes, parallèles, produisant par cloisonnement répété de leurs extrémités un chapelet de spores arrondies (B), qui entrent en liberté par laipture de l’épiderme. Tous ces faits peuvent se constater facilement sur des coupes transversales du végétal infecté, perpendiculaires aux taches.

Si l’on recueille quelques conidies mûres et si on les place dans une goutte d’eau et dans la chambre humide onles voit se gonfler, puis après deux ou trois heures s’allonger d’un côté et devenir ovoïdes. Plus tard, leur protoplasma se divise en h-8 masses polyédriques (G) et, aussitôt après, la paroi se rompant danslapartie acuminée, le contenu s’échappe au dehors sans que les éléments qui le forment cessent de rester au contact (D). Ceux-ci acquièrent alors deux cils insérés sur le côté et dirigés l’im en avant, l’autre en arrière (E); en un mot, ils se transforment en zoospores qui se libèrent et parcourent le liquide pendant deux heures environ, après quoi elles perdent leurs cils, deviennent globuleuses, s’entourent d’une membrane de cellulose et produisent enfin un filament (F). Dans la nature où la germination se fait à la surface du végétal, le filament ainsi formé pénètre dans la plante en se glissant par les stomates (G).

Mucortnées. — Ces végétaux se développent rapidement soit à la surface, soit dans la profondeur de toutes matières végétales, ou animales, humides maintenues dans une atmosphère riche en vapeur d’eau, par exemple sous cloche ou entre deux assiettes. On emploie généralement le pain, des fruits, des oranges, des citrons, de la gélatine, delà viande, de la farine de lin, des excréments de vache, de cheval, de chien, de lapin, de chèvre, de rat, etc., qui constituent des milieux différents plus propices au développement spontané d’espèces distinctes ; ainsi, c’est le Rhizopiis nigricans. qui apparaît le plus souvent sur le pain mouillé, le Mucoi^ mucedo sur le crottin de cheval, le Pilobohis cnstallinus sur la bouse de vache, le Circinella umhellata sur les crottes de lapin et de rat. Le même substratum peut cependant porter plusieurs espèces à la fois : sur le pain mouillé, le Rhizopus nigricans est souvent mêlé de Miicor mucedo dont les sporanges sont jaunâtres, puis brun grisâtre. Le pain mouillé se prête du reste à la culture de toutes les Mucorinées.

Nous nous adresserons de préférence au Rhizopus nigricans qui peut être facilement isolé du milieu nutritif à la surface duquel il vit et aussi en raison de ses caractères bien tranchés. On peut le cultiver sur des cerises, des fraises, mais il est préférable, pour l’obtenir, d’abandonner une tranche de pain mouillé entre deux assiettes. Après quelques jours, celui-ci sera recouvert de filaments blancs et constellé de points noirs. Saisissant alors quelques filaments avec les pinces, on les isolera avec les ciseaux en ayant

TECHNIQUE SPÉCIALE

soin d’entraîner avec eux quelques points noirs et on les montera dans l’eau. Examiné avec un faible grossissement (fig. 15, XXXII), le végétal rappelle le fraisier par son aspect : il présente de longs filaments incolores

jouant le rôle des coulants, sur lesquels s’insèrent çà et là et dans le même point d’im côté, sur la face qui correspondait au substratum, des crampons noirâtres radiciformes, du côté opposé, plusieurs filaments également colorés, légèrement divergents, terminés par une tête noirâtre : un sporange sp, dont nous allons indiquer la formation et la structure pour faire comprendre les manipulations nécessaires pour l’étude. Cet organe se forme aux dépens de la partie terminale du filament dans laquelle s’accumule une grande quantité de protoplasma, après qu’elle s’est renflée pour recevoir celui-ci; il s’isole ensuite par une cloison convexe, la columelle(c'0, fig. IG, XXXII), qui fait saillie dans l’intérieur de la spbère. Son protoplasma se transforme en une multitude de petites spores bleu noirâtre ayant de G à 10 p- de diamètre, après quoi la paroi du sporange se déchire circulairement vers son point d’attache sur la columelle et les spores entrent en liberté. On recherchera d’abord un sporange indemne et, l’examinant avec une amplification de 200 diamètres, on en verra la paroi, hérissée de cristaux minuscules d’oxalate de chaux, maintenant la masse des spores. Fixant ensuite un sporange mur et déhiscent reconnaissable à sa forme spéciale rendue irrégulière par la dissémination d^me partie des spores, on achèvera la dissociation de celles qui sont encore réunies en animant le cower à plusieurs reprises d’un mouvement de bas en haut et vice versa : la columelle dégagée deviendra visible ainsi que la trace que laisse sur elle l’insertion delà paroi du sporange. Il est vrai que l’on rencontre parfois et même assez souvent dans la préparation de cescolumelles dénudées, ce qui supprime une partie de la manipulation. On remarquera aussi que les filaments qui constituent le végétal ne sont point cloisonnés, si ce n’est dans les points où la partie vivante a éprouvé le besoin de s’isoler des parties mortes.

Le Rhizopus nigricans^ cultivé dans un air confiné, donne naissance à des zygospores. Pour les obtenir, on place de la mie de pain fraîche dans un flacon à large ouverture lavé à l’eau bouillante, et on l’ensemence avec des spores de Rhizopus délayées dans de l’eau bouillie, après quoi on ferme hermétiquement le flacon. Quinze jours ou trois semaines après, la conjugation commence à se produire entre filaments voisins plongés dans le milieu nutritif. Deux filaments placés en regard envoient l’iin vers l’autre un processus (<2, â, fig. 17, XXXII), ceux-ci contractent d’abord adhérence entre eux, puis séparent par une cloison leur extrémité, riche en protoplasma, après quoi, les contenus de ces cellules de nouvelle formation se mêlent par suite de la disparition des parties de leur paroi qui sont

adossées. La zygospore (z), ainsi formée, s’arrondit, atteint 200 u- de diamètre, divise sa paroi en une exospore mamelonnée bleu noirâtre et une endospore incolore, tandis que l’un des prolongements se renfle autant que la zygospore.

Nous terminerons par l’observation de X Hygrocrocis arsenicus (fig. 10, pl. XXXII) qui nous donnera une bonne idée du faciès de ces végétations qui envahissent les solutions salines et aussi bien celles qui sont inoffensives que celles qui sembleraient être à l’abri de toute attaque de cette sorte: les solutions d’acide arsénieux, de bichromate de potasse, des sels de mercure même. U Hygrocrocü arsenicus apparaît, dit M. L. Marchand, sous forme de taches lactescentes dans les solutions arsenicales des officines. Ces taches semblent constituées d^abord par globules très ténus. Plus tard, le nuage grossit, des filaments cloisonnés apparaissent dans son intérieur ; ces filaments, s’amplifiant, passent du blanc au gris et du gris au brun, et alors ils se modifient de deux manières : les uns demeurent réguliers, à cellules plutôt allongées, à contenu homogène; les autres ont un contenu granuleux, des cellules égales en tous sens, et deviennent bossués. Les premiers portent des conidies ; les seconds, des conceptacles en forme d’ampoules étirées en poire, qui s’entr’ouvrent au sommet pour laisser sortir deux ou trois spores hyalines.

SCHIZOPnYTES ou BACTÉRI ÂGÉES

Les Schizophytes ou Bactériacées sont des êtres monocellulaires, infiniment petits, mobiles, entièrement dépourvus (sauf un petit nombre) de chlorophylle, de forme simple: sphérique, cylindrique, droite ou arquée, cubique. Lorsqu’ils se trouvent dans des conditions favorables, ils se multiplient par cloisonnement et isolement des individus ainsi formés; mais, comme la scission ne suit pas toujours immédiatement la genèse, on les rencontre souvent en colonies dont l’aspect varie avec le mode de cloisonnement des individus. \jQs, Bactériées, qui se divisent toujours dans la même direction, chez lesquelles, par conséquent, les cloisons nouvelles sont toutes parallèles, restent assemblées en chapelets, filaments ou spires selon la forme de leurs éléments; les Méristées engendrent des membranes en se segmentant selon deux directions perpendiculaires; les Sarcinées, qui se cloisonnent selon trois directions perpendiculaires, se présentent ordinairement en massifs. Leur protoplasma est tantôt homogène, diaphane, tantôt granuleux; il possède des propriétés toutes spéciales (dues, sans doute, à la diffusion de la substance du noyau dans sa masse) qui se traduisent par une affinité considérable pour les couleurs d’aniline ; cette affinité

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a élé utilisée pour son étude; sauf chez quelques espèces chromogènes, il paraît incolore sous le microscope, bien que beaucoup de bactéries, cultivées sur un milieu solide, vues en masse à l’œil nu ou à la loupe, soient colorées très diversement. Le protoplasma des Beggiatoa contient de petits cristaux de soufre.

Une membrane très line, que Ton met en évidence par les contractants : la solution alcoolique dbode, etc., estappliquée surle protoplasma; elle n’est [)as toujours constituée par de la cellulose, mais semble être entourée dans tous les cas d’une gaine de gélatine qui tantôt est rudimentaire et reste propre à chaque individu, tantôt devient immense et, alors, en se confondant avec celle des individus voisins, forme des pelotes molles, énormes en certains cas, appelées zoofflœes, dans lesquellesla masse de lagélatineTemporte de beaucoup sur celle du végétal. C’est à un fait de cet ordre qu’est duela formation des mycodermes[?>oiAQ:^ de membranes recouvrant en quelque cas d’un voile les liquides de culture) qui sont constitués par une quantité innombrable d’individus reliés par une proportion parfois si faible de gélatine que celle-ci échappe à l’observateur. La paroi est généralement incolore; elle peut se teinter soit par des produits de sécrétion de la cellule, soit par des dépôts de certaines matières étrangères [crenothrix, sesquioxyde de fer). Les bactéries rondes sont animées d’un mouvement de balancement; les cellules cylindriques progressent en oscillant sur leur grand axe ; leslilaments spiralés se déplacent en se vissant dans le liquide. La gélatine des zooglœes retient les bactéries prisonnières; épaisse, elle les immobilise ; moins consistante, elle leur permet un mouvement de fourmillement, qui a fait qualifier à'essaims ces agglomérations d’individus mobiles (e, fig. 12, XL). Lorsque les conditions extérieures deviennent mauvaises, surtout lorsque le milieu nutritif s’épuise, les bactéries se détruisent, mais en laissant à leur place des corps, spores durables de Pasteur, chargés de les reproduire. Ces spores se forment les unes à la façon des cellules végétatives, c’est-à-dire par cloisonnement de celles-ci, mais en dilfèrent ordinairement par la forme ou la taille (Z>. arthrosporées de de Bary) ; les autres prennent naissance à l’intérieur des cellules végétatives, qui font parfois provision d’alimentspourles former (granulose, — Bacillus amy lohacter) ; ces dernières apparaissent comme des noyaux très petits qui s’amplifient rapidement, tout en restant moins volumineux que la cellule productrice, bien qu’une de leurs dimensions puisse égaler ou surpasser une de celles de la génératrice [B. en têtard), elles se recouvrent finalement d’une membrane très résistante et entrent en liberté par désorganisation des cellules mères [B. endosporées) . Ces spores ont une vitalité très grande : elles peuvent résister à l’alcool absolu et à une température de 150° dans un milieu sec.

Les naturalistes, pensant que la forme était constante chez les Bacté-

riacées et que les plus proches parents affectaient le même aspect, ont désigné ces végétaux, selon la nomenclature linnéenne, par un nom de genre tiré de leur faciès, un nom d’espèce fourni par une de leurs qualités les plus saillantes, mais l’évolution de certains d’entre eux ayant été suivie d’un bout à l’autre, on s’est aperçu que ces êtres étaient éminemment polymorphes et que l’on plaçait dans des genres distincts le même individu à des stades différents. Il y a donc lieu de changer complètement les appellations actuelles, mais cette œuvre ne pourra être entreprise avec fruit que lorsqu’on aura étudié l’évolution complète d’un grand nombre de bactéries et la chose n’a été faite que pour un très petit nombre d’entre elles. Nous nous arrêterons sur ces formes d’autant plus intéressantes à connaître que la pratique ordinaire fournit presque toujours les scbizopbytes à l’état de mélange (cela en raison de la quantité énorme de bactéries qui nous entourent tant à l’état de spores dans l’atmosphère, qu’à l’état végétatif dans l’eau et à la surface de toute matière susceptible de leur fournir des aliments) et nous ferons connaître les noms par lesquels on les désigne. Pour abréger et faciliter les recherches, nous présentons cette énumération sous forme de tableau, (pages 368 et 369).

Un milieu nutritif donné, exposé librement à l’air, devrait toujours renfermer une grande variété de bactéries, mais la concurrence vitale, facilitée par une accommodation plus rapide de certaines espèces à telle ou telle alimentation en réduit bientôt le nombre, et parmi celles qui demeurent certaines l’emportent de beaucoup sur les autres. La chose est heureuse et a permis à l’homme, en créant des milieux convenables, d’utiliser certaines espèces, mais, même dans ce cas, les cultures sont impures et le produit principal toujours impur, souillé par l’action des parasites; cependant, l’on peut utiliser ces cultures pour faire connaissance avec les bactéries ; l’espèce recherchée, beaucoup plus abondante, saute toujours aux yeux; les autres peuvent être, même dans ce cas, fort utiles en fournissant des observations fortuites, très intéressantes parfois. Ces cultures sont faciles à faire et ne réclament que peu d’instruments, quelques ballons et cristallisoirs, une étuve. 11 n’en est pas de même lorsque l’on veut étudier de plus près les microbes, obtenir des cultures pures ; la chose demande une installation absolument appropriée et coûteuse, sous peine d’arriver immanquablement à des résultats déplorables : un laboratoire spécial, une grande quantité de verrerie ad hoc; des étuves, des bains-marie. Tout ce que l’on touche doit être stérilisé^ c’est-à-dire traité par des toxiques comme l’alcool absolu ou une solution de sublimé corrosif à 5 p. 1000, ou bien soumis à une température assez élevée et prolongée suffisamment pour tuer absolument toutes les bactéries ou leurs spores. L’alcool absolu ne tue pas toutes les spores ; certaines cellules végétatives résistent à 70°; tandis que les spores

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(les bactéries et des microcoques sont tuées par la température de l’eau bouillante, celles des bacilles placées dans un milieu sec peuvent résister à 170®. Les instruments seront passés dans laflamme de la lampe à alcool, et même, portés au rouge au moment précis où on en fera usage; pour résister à ces traitements, ils seront en platine, en nickel ou en verre. Les ballons, les godets, les lames, les cloches, etc., parfaitement propres, lavés à l’eau stérilisée, bien secs, seront maintenus quatre heures dans une étuve chauffée entre 180 et 200®. Les matières nutritives liquides ou liquéfiables par la chaleur seront enfermées dans un ballon stérilisé, que l’on fermera à la lampe, et maintenus pendant deux heures au moins dans un bain saturé d’azotate de soude ou de chlorure de sodium, ou bien seront portéesplusieursjours de suite àla température de 100® pendant dix minutes. On peut, il est vrai, éviter dans des cas déterminés une partie de ces opérations : la température de l’eau bouillante permet de séparer les bacilles des micrococcus, des bactériums et des moisissures qui ne résistent pas à cette chaleur; les aérobies, auxquels l’oxygène est indispensable, seront tués par le vide, laissant la place aux anaérobies.

Les cultures se font dans des milieux neutres liquides ou solides ; les premiers sont des infusions végétales, de l’urine, des solutions salines (eau 1000; tartrate d’ammoniaque 10; phosphate de potasse 1; sulfale de magnésie 0,2; chlorure de calcium 0,1; ou bien : eau 100; albumine soluble 1 gr. ; phosphate de potasse 0,2; sulfate de magnésie 0,04 ; chlorate de chaux 0,02), du bouillon salé et surtout du bouillon salé peptonisé que l’on peut préparer au moyen de viande de bœuf, de mouton, de veau ou de porc, dépourvue de tendons, de graisse et d’os. Un kilogramme est mis à bouillir pendant 5 heures dans 4 litres d’eau; on laisse refroidir le bouillon jusqu’au lendemain, on enlève la graisse qui s’est figée à la surface, on rétablit le volume de 4 litres, on ajoute 1 p. 100 de peptones solides et 5 gr. par litre de chlorure de sodium, on neutralise exactement par le bicarbonate de soude ou le phosphate trisodique et Ton stérilise en ballon clos à la température de 110®. Les principaux milieux solides sont des pommes de terre cuites, des œufs durs et surtout les bouillons peptonisés solidifiés par la gélatine ou Tagar-agar. Les pommes de terre sont nettoyées, plongées pendant une heure dans une solution de sublimé à b p. 1000, cuites par un séjour d’une demi-heure dans l’étuve à vapeur, puis au sortir de là fendues en deux avec un couteau flambé et les morceaux enfermés dans une chambre humide formée d’une cloche et d’un cristallisoir stérilisés. Les œufs durs sont privés de leur coquille, lavés au sublimé, portés à l’étuve, puis traités comme les pommes de terre. La gélatine nutritive s’obtient au moyen de viande hachée préparée comme il vient d’être dit; en prenant un kilog. on l’additionne de son poids d’eau froide; après deux heures de macération

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Fig. 240. — «, Baclerium punclum b, Bacterium termo; c, vibrion; rf, bacille; e, Spirillnm (Lewis).

Fig. 242. — Ophidomonas sanguinea^ d’après Cohu.

Fig. 243. — Micrococcus vac- Img. 244. — Spirochætc Obercinæ, d’après Cohn. meieri, d’après Weigert.

dans un lieu aussi frais que possible on exprime le suc; on fait bouillir le résidu pendant 2 heures dans un kilog. d’eau; on exprime de nouveau, réunit les deux colatures, amène leur poids à deux kilos et les additionne de 10 gr. de sel marin et de 20 gr. de peptones solides. On porte à l’ébullition, ajoute 200 gr. de gélatine bien pure et bien blanche que l’on fait fondre il une douce chaleur; on neutralise par le bicarbonate de soude; enfin, après avoir maintenu le liquide une demi-heure à 100°, on le filtre au papier dans un entonnoir ad hoc maintenu à cette température. On le recueille dans un matras stérilisé où on le conserve à kabri des poussières de kair soit en étirant le col à la lampe, soit en le fermant au moyen d’un tampon de coton stérilisé. Cette gélatine nutritive fond à 30° centigr. et ne peut servir que pour les cultures faites au-dessous de 22°; lorsqu’on doit dépasser ce point, on abaisse la proportion de gélatine à 2 p. 100 et l’on substitue à la quantité soustraite 0"'',5 à 1 gr. p. 100 d’agar-agar pulvérisé qui donne une masse encore résistante à 40°.

Pour utiliser les liquides nutritifs, on coupe d’un trait de lime le col du ballon qui renferme la provision et l’on divise rapidement son contenu entre des matras stérilisés en employant une grosse pipette stérilisée : les chances de contamination sont presque nulles si l’on agit rapidement. Les matras de Pasteur sont les plus commodes ; ce sont des ballons à fond plat dont le col rodé à l’extérieur peut se fermer par un bouchon qui le coiffe à la façon d’un bonnet. Ce bouchon est creux et se continue par un tube, ouvert à l’extrémité, dans lequel on engage un tampon de coton que l’on stérilise en môme temps que le reste de l’appareil. Ces matras sont abandonnés trois semaines au moins dans une étuve à 25° centigrades et l’on n’utilise après ce temps que ceux dont le contenu est demeuré parfaitement limpide ; ils sont seuls exempts de tout microbe et propres à être ensemencés. On emploie aussi un ballon portant une tubulure latérale, fermée à la lampe, que l’on ouvre pour introduire le liquide et l’ensemencer, après quoi elle est refermée aussitôt au feu (fig. 248).

Les cultures sur gélatine se font dans des tubes à essais, dans des godets, sur des lames de verre (fig. 249). Les tubes à essais étant bien propres et secs sont fermés par un bouchon de ouate ayant 2 à 3 centimètres de longueur, puis sont stérilisés à l’étuve à la température de 180°; on liquéfie la gélatine nutritive au bain marie et avec une pipette on en verse 10 centimètres cubes dans chaque tube que l’on débouche et rebouche rapidement. On porte ces tuhes à 100° pendant une heure, puis on les abandonne trois semaines à l’étuve à 20° pour éliminer ceux qui sont contaminés. On ramollit une dernière fois la gélatine et on laisse refroidir les tubes sur un plan incliné de façon à développer la surface libre du contenu qui va se solidifier de nouveau. Les tubes sont prêts alors.

TECHNIQUE SPÉCIALE 371

Les godets sont des vases cylindriques de 3 à 5 centimètres de diamètre,

Fig. 24S. — Appareils employés pour la culture des bactéries dans un milieu nutritif liquide. 1, Ballon à provision encore clos; 2, le môme ouvert, préparé pour la division de son contenu entre les matras de culture. 3, Pipette. 4, Ballon de culture à tubulure latérale. 5, Matras de Pasteur.

à fond plat, à bords verticaux, profonds de 1 à 2 centimètres seulement

2 3 Il'

Fig. 249. — Culture des bactéries sur gélatine nutritive. 1, Colonies de bacille du choléra sur lame (ensemencement superficiel); a vues de profil; b, vues de face. 2, Culture ancienne de bacille virgule eu tube de gélatine (ensemencement par piqûre) : a, bulle d’air; b, colonne liquéfiée; c, axe nucléaire de végétation (d’après Nicati et Rietsch), 3, Godet à culture.

pour permettre Texamen à la loupe et au microscope ; d’autres vases exacte-

ment semblables, un peu plus larges et à rebords un peu plus bas, leur servent de couvercles. Ces vases étant stérilisés à l’étuve ou par le flambage, on soulève le couvercle, y coule la gélatine, replace le couvercle et laisse refroidir sur un plan bien horizontal. Comme lame de verre on prend des porte-objets ordinaires, on les stérilise et on verse à la surface de la gélatine en l’étendant avec une baguette flambée; l’épaisseur de la couche ne doit pas dépasser quelques millimètres.

Pour obtenir de la semence^wiQ d’un liquide de culture impur, on répartira également par l’agitation une goutte de ce liquide dans 40 centimètres cubes d’eau stérilisée contenue dans un matras également stérilisé; on fera une seconde dilution dans les mêmes conditions avec 1 centim. cube de la première et 40 centimètres cubes d’eau; puis, une troisième avec 5 centimètres cubes de la seconde et 40 centim. cubes d’eau. On prélèvera alors une certaine quantité de celle-ci avec une pipette et on en laissera tomber une goutte au plus dans chaque flacon renfermant les matières alimentaires. La gélatine nutritive peut rester solide ou être liquéfiée préalablement et la goutte d’eau répandue uniformément dans son épaisseur; on peut dans ce cas laisser la culture se faire dans un tube ou vider la gélatine dans un godet ou sur une lame. Par ce procédé, il ne tombe en général qu’un seul microbe dans chaque vase ; il faut avoir soin cependant d’ensemencer toujours un nombre assez considérable de récipients, car certains d’entre eux peuvent demeurer stériles, d’autres abriter une espèce qui n’est pas celle que l’on recherche, enfin, quelques-uns peuvent recevoir des germes de plusieurs espèces différentes. La semence se présentant à l’état pulpeux (colonies sur gélatine, etc.), on l’effleurera avec un fil de platine stérilisé que l’on plongera dans le corps nutritif liquide ou bien il sera promené à la surface du milieu solide de façon à y étaler la substance, ou encore enfoncé d’un centimètre environ dans la gélatine. On dilue quelquefois la matière dans l’eau distillée et alors on retombe dans le premier cas. Les bons opérateurs, après avoir répandu la matière à la surface d’un premier tube à gélatine, en contaminent immédiatement un second avec un peu de substance prise avec un nouveau fil à la surface du premier, puis un troisième avec un peu du deuxième, enfin un quatrième avec le troisième.

Les cultures sont portées à l’étuve et y sont maintenues à la température la plus convenable pour le développement de l’espèce mise en expérience qui est comprise ordinairement entre 20° et 40°. L’étuve doit posséder un régulateur de température. Lorsqu’on agira sur de petites quantités de matière, on fera bien de faire usage de l’étuve de d’Arsonval que construit Wiesnegg.

Les bactéries se développent plus facilement dans les milieux liquides, mais encore y a-t-il à faire un choix judicieux de ceux-ci; ils ont le

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désavantage de permettre aux espèces de se mêler sans que l’expérimentateur, à moins qu’il ne soit d’une habileté consommée, s’aperçoive de ce conlre-temps fâcheux. Les germes emprisonnés dans la gélatine ou déposés à la surface d’un aliment solide désorganisent bien les parties qui les entourent et meme les liquéfient parfois, mais ce dernier phénomène ne se produit jamais avec une intensité assez grande pour permettre la dispersion de leurs descendants; ceux-ci restent assemblés en massifs dont la forme et la coloration sont caractéristiques pour chaque espèce. On étudie ces colonies à l’œil nu, puis avec des amplifications de 15 et de GO diamètres; l’état de leur surface, leur façon de se comporter avec leur milieu nutritif doivent être soigneusement notés. En tout cas, les colonies, même dans les cultures impures, sont, au moins dans les premiers temps, parfaitement isolées les unes des autres si l’ensemencement a été exécuté avec soin, ce qui permet de faire des prises sur chacune d’elles pour étudier les individus qui les forment et aussi pour se procurer, comme nous l’avons dit, do la semence pour des cultures pures.

Les bactéries prises en particulier sont fort petites : certains micrococcus n’atteignent pas un demi }x de diamètre; les dimensions des bâtonnets oscillent entre 0 1 et 4 pour la largeur et 1 à 10 pour la longueur, aussi

faut-il des jeux de lentilles fort puissants pour les étudier. Pour des observations passagères, telles que celles que l’on fait dans un laboratoire d’enseignement général, une amplification de 600 diamètres avec des objectifs à sec (oc. 3, obj. 8, Yerick) peut suffire à la rigueur à la condition de ne pas multiplier les exemples, car, pour la raison que cette amplification ne permet pas la distinction des espèces de la même tribu, l’élève se fatigue vite et le doute, les idées fausses, envahissent son esprit. En fait, l’étude des bactéries réclame des objectifs à immersion, homogènes ou non, pouvant fournir un grossissement de 1000 diamètres au minimum, combinés avec un éclairage Abbé convenablement diaphragmé. (Y. pag. 13 et 23.)

On étudiera d’abord dans la chambre humide les bactéries vivantes en déposant sur la lamelle une goutte du bouillon de culture ou en délayant dans une goutte d’eau un fragment de colonie. On observera ainsi les mouvements de ces êtres et, si les conditions sont favorables, leur multiplication et aussi la formation des spores. On en fera ensuite des préparations colorées. Les substances qui sont le plus souvent employées pour teinter les bactéries sont le violet de méthyle B (fuchsine de Bâle), le violet 6 B et le violet de gentiane, dont on prépare des solutions concentrées en mêlant à 100 centimètres cubes d’eau distillée saturée d’aniline (eau distillée 100 ; huile d’aniline 5, agitez, filtrez) 10 centimètres cubes d’une solution alcoolique saturée de violet et 10 0/0 d’alcool absolu ; ces solutions sont employées en cet état ou diluées, au millième au moins, dans l’eau distillée.

Eq remplaçant dans la préparation précédente l’eau ou une partie du bouillon par une goutte de solution aqueuse étendue de violet, les bactéries deviennent plus visibles en condensant la matière colorante dans leur intérieur sans cesser de vivre pour cela. Pour obtenir des préparations durables dans lesquelles les bactéries tranchent bien sur le fond incolore, on déposera un peu de la substance à observer sur le couvre-objet et, après l’y avoir étalée, on la laissera sécher ; on la passera ensuite 3 à 4 fois au-dessus de la flamme d’une lampe à alcool pour fixer les albuminoïdes, puis, ayant versé dans un verre de montre une certaine quantité de la solution colorante concentrée, on fera flotter la lamelle à la surface du bain, la face couverte de bactéries plongeant dans le liquide, et on l’y abandonnera un temps variable: suivant l’espèce, l’immersion durera depuis 1/4 d’heure jusqu’à 48 heures. Ayant retiré la préparation de la teinture, on lui fera subir l’un des deux traitements suivants : 1“ on la plongera quelques minutes dans une solution composée de 1 = 1; Kl = 2; HO = 300, où elle prendra une coloration brun foncé ; on la soumettra alors à l’action de l’alcool absolu qui enlève toute la matière colorante sauf celle qui s’est fixée sur les bactéries; on achèvera sa déshydratation par l’essence de girofles et on la montera au baume de Canada; 2° la lamelle lavée à l’eau distillée est plongée pendant une minute dans une solution aqueuse au centième de sublimé corrosif; lavée de nouveau à l’eau distillée ; traitée par l’alcool absolu pour enlever l’excès de matière colorante, puis montée dans le baume après action de l’essence de girofles.

Il est parfois avantageux de remplacer l’essence de girofles par celles d’origan, de térébenthine, de bergamote ou de cèdre. Le baume de Canada doit être employé pur, conservé pour plus de commodité dans des tubes semblables à ceux (Jans lesquels sont logées les couleurs fines broyées à riiuile, ou dilué dans l’essence de térébenthine ou le xylol. Le baume chloroformé, qui décolore les bactéries, doit être proscrit. Il en est de même de la glycérine pour une raison semblable; on la remplacera dans les préparations à véhicule liquide par une solution saturée d'acétate de potasse.

Nous avons supposé jusqu’à présent avoir affaire à des bactéries plus ou moins libres; on peut avoir à étudier des microbes plongés au milieu de tissus. Dans ce cas, on les y fixerait en même temps que l’on durcirait la masse en plongeant celle-ci pendant plusieurs jours dans une quantité notable d’alcool absolu, après quoi lamatière serait débitée en coupes minces par les procédés habituels, puis traitée comme il a été dit par les colorants violets. Si les bactéries étaient engagées dans des tissus minéralisés (os, dent), on traiterait ceux-ci par le liquide de Kleienberg (solution aqueuse saturée d’acide picrique 100, acide sulfurique 3; filtrez et ajoutez : eau distillée 300) qui durcit ces tissus en les décalcifiant. Certains trouvent bon de colorer les

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bactéries et d’appliquer ensuite sur leur substratum une matière colorée qui no se fixe pas sur les microbes déjà teints. C’est le procédé de la double coloration pour lequel on suit ordinairement la méthode d’Elirlich. Dans certains cas on teint les bactéries en violet et le fond en rouge : on emploie alors la solution concentrée de violet de méthyle B préparée comme il a été dit plus haut. Les lamelles doivent rester au contact du bain pendant une heure tandis que les coupes y séjourneront 24 heures. On les traite ensuite par l’acide azotique étendu de 3 fois son poids d’eau avec lequel on les lave rapidement. On les passe dans l’eau distillée, on les immerge ensuite pendant quelques minutes dans une solution aqueuse d’éosine, de coccinine, de safranine ou même dans le picrocarminate ; on les traite finalement par l’alcool, l’essence de girolles et on les monte dans le baume. On peut teinter les bactéries en rouge et le fond en bleu : on agit comme précédemment, en remplaçant le violet de méthyle par quantité égale d’une solution alcoolique concentrée de fuchsine (chlorhydrate de rosaniline) et les solutions aqueuses destinées au fond par des liquides contenant des bleus de méthylène ou de quinoléine ou de l’hématoxyline. On ne doit pas remplacer ces dernières par des verts, comme cela a été conseillé quelquefois : le vert étant complémentaire du rouge.

Nous décrirons maintenant quelques bactéries faciles à se procurer et bien définies pour faire application sur elles des principes précédents : obtention, culture, coloration, etc. Nous ne multiplierons pas ici les exemples, car nous aurons à faire connaître un grand nombre d’espèces à propos des applications du microscope. Nous renvoyons nos lecteurs qui ne se trouveraient pas satisfaits aux chapitres traitant des analyses de l’air, de l’eau, du vin, etc.

On se procurera facilement le Micrococcus (Diplococcus) aceti^ microbe aérobie qui cause l’acétification de l’alcool, en abandonnant au contact de l’air et en repos tout liquide alcoolique contenant 2 0/0 au moins d’acide acétique. L’opération réussit mieux avec des liqueurs pauvres en matières albuminoïdes : le vin blanc, par exemple. Le liquide étant maintenu à 20% se recouvrira totalement et en peu de jours d’un voile blanc, uni et mince : le ferment acétique à l’état de mycoderme. Si l’on vient à plonger une baguette de verre dans le liquide, elle traversera le voile sans le submerger et, lorsqu’on la retirera, elle entraînera avec elle une certaine quantité du végétal. Ayant porté celui-ci sous le microscope, on le verra constitué, si la culture est jeune, par de petites sphères de 1 [a, 5 de diamètre accolées deux par deux, mais si l’époque de l’ensemencement est plus reculée, on trouvera au milieu des diplocoques des chaînettes provenant de la multiplication du végétal par segmentation (fig. 1, pl. XXXIX, a). Lorsque l’ensemencement se fait mal et que les germes submergés se développent au

milieu du liquide, Taspect de la végétation est tout autre : au lieu de flotter h la surface qu’elle ne touche pas pour ainsi dire, elle est immergée au moins en grande partie et se présente, non plus comme un voile blanc, mais comme une couenne jaunâtre, mucilagineuse, glissante, qui, après être devenue fort épaisse, tombe au fond du vase. Vue au microscope, cette matière est constituée par une quantité innombrable de diplocoques plongés dans une masse mucilagineuse considérable : c’est une zooglœe. On rencontre aussi à sa surface les végétations les plus diverses : Bactériacées, levûres, Mucorinées. Le milieu de culture le plus favorable au développement du Micrococciis àceti serait, d’après M. Pasteur, un liquide formé de : eau de levure de bière contenant 2 à 5 millièmes de substances dissoutes, 100; acide acétique cristallisable 1 à 2 ; alcool 3 à 4. L’ensemencement se fait avec une tige plongée dans un mycoderme du premier genre. Certains regardent le Diplococciis aceti comme un Bacterium étranglé en son milieu.

Toutes les urines ammoniacales renferment une quantité plus ou moins grande du Streptococcus ureœ^ ferment aérobie qui transforme l’urée en carbonate d’ammoniaque. Il suffit, pour se le procurer, d’abandonner pendant quelques jours, dans un endroit chaud, un cristallisoir contenant de l’urine récemment émise : le Streptococcus se trouve bientôt dans toute la masse, et il suffit le plus souvent de plonger une baguette dans le liquide et d’observer au microscope la goutte qu’elle a entraînée pour y rencontrer le végétal (fig. 26, pl. XXVIII). Mais suivons M. Yan Tiegbem qui nous donne les conditions dans lesquelles il faut se placer pour obtenir une culture dans de bonnes conditions : « Dans le cas, exceptionnellement réalisé, où la torulacée se développe seule, le liquide reste limpide, la fermentation est prompte et le dépôt qui se forme au fond du vase est exclusivement constitué par les chapelets et les amas de globules mêlés à des cristaux d’urates et de phosphate ammoniaco-magnésien. Si la torulacée n’est accompagnée que d’infusoires, ce qui est le cas le plus général, la fermentation, quoiqu’un peu ralentie, est encore facile; mais s’il apparaît, outre les infusoires, des productions végétales dans le liquide et à la surface, la torulacée se développe péniblement et la transformation est très lente, le liquide pouvant rester acide ou neutre des mois entiers. Si, au lieu d’abandonner l’urine aux chances variables qu’y introduit l’ordre d’apparition des germes de l’air, on la place à l’étuve dans un flacon bouché, en y ajoutant une trace du dépôt d’une bonne fermentation, la torulacée se développe seule et un ou deux jours suffisent pour que l’urée disparaisse. Le ferment qui se développe au sein du liquide et surtout au fond du vase où, en s’accumulant, il forme un dépôt blanchâtre, est constitué par des chapelets de globules sphériques, sans granulations, dont le diamètre est de 1 [J-, 5 environ. » L’urine est le meilleur milieu de culture; ce liquide

puisé dans la vessie au moyen d’une sonde préalablement stérilisée par le Oambag-e est, sauf le cas de maladie, exempt d’organismes. Il est plus simple et plus sûr, il est vrai, de la neutraliser aussitôt la miction et de la stériliser par la chaleur.

Nous n’avons pas encore vu de spores, les Bacterium et les Micrococcus n’en ont point, les bacilles vont nous permettre de les observer.

h^Bacilhis est l’agent anaérobie delà fermentation butyrique

[B. buhjlicus) et delà désorganisation des matières cellulosiques. Ses spores sont tellement répandues dans l’air qu’il suffit, pour l’obtenir, d’abandonner dans un flacon fermé des tranches de pomme de terre, des pois cassés, des cotylédons de haricots, plongés dans l’eau ordinaire, pour le voir se développer, désorganisant les tissus en se nourrissant des parois et communiquant au liquide une odeur repoussante en lui donnant une réaction acide. Il est surtout abondant au fond du vase, à la surface et à l’inlérieur de la matière nutritive. Il suffit d’étaler sur une lame un peu de la matière pulpeuse qui revêt celle-ci et de la monter dans l’eau pour y rencontrer le Bacillus en grande quantité. Il se présente ordinairement en bâtonnets ou en filaments droits, mobiles ou immobiles, de 6 à 20 u. de long sur 1 de large; mais il est polymorphe et peut prendre l’aspect d’un œuf ou celui d’un Spirillum [S. amylïferum)\ enfin il se modifie assez lors du développement des spores, qui, en raison de leur volume au moins égal à celui des bâtonnets, causent une hypertrophie de Tindividu au lieu où elles siègent, pour avoir été pris pour un Clostridium lorsque la spore était centrale, et avoir reçu le nom d’Urocephalum lorsque la spore placée à une extrémité lui donnait l’apparence d’un têtard. Du reste, toutes les variétés du bacille sont susceptibles de produire des spores, ce qui complique encore les choses. Toutes les formes peuvent se rencontrer à la fois dans la même préparation, car le bacille produit des spores après quelque temps de séjour dans le milieu acide, tout en continuant à se multiplier par cloisonnement au moyen des individus plus jeunes. On mettra à profit pour l’étude de la formation des spores ces connaissances : 1° que la granulose apparaît dans les individus qui vont produire un corps durable; 2° que le dépôt de granulose respecte le point dans lequel se formera la spore ; 3'^ qu’à la maturité de la spore la granulose disparaît en même temps que le protoplasma; par conséquent, si l’on traite une préparation par le réactif iodé, les cellules végétatives se coloreront en jaune, les cellules qui vont former des spores en bleu, sauf en un point qui prendra la teinte jaune, les individus contenant des spores mûres ne se teinteront point. Il ne se produit ordinairement qu’une spore par cellule ; elle entre en liberté par gélification de la génératrice et peut rester entourée de gelée. Ces corps mesurent 2 à 2 |x, 5 de longueur, 1 tx de largeur. Les cultures pures se feront dans des liqueurs renfermant de

Pamidon soluble, de la dextrine, du glucose, du sucre de canne, additionnées de nitrate d’ammoniaque et de matières minérales. On portera le liquide à 100% on y projettera la semence et on l’éloignera immédiatement du feu, car les spores du Bacillus amylohacter ne résistent pas plus de 5 minutes h la température de l’eau bouillante ; cette façon de procéder, fondée sur la résistance des spores de ce Bacillus à la chaleur, donne plus de garantie pour l’obtention de cultures pures.

Nous apprendrons maintenant à reconnaître le bacille de la tuberculose etnous le rechercherons dans les crachats des pthisiques où on le rencontre tantôt à l’état végétatif, c^est-à-dire sous forme de bâtonnets un peu arqués en S, toujours immobiles, mesurant de 2 à 6 [x de longueur, et 0 p.,5 de largeur, tantôt ayant formé ses spores et possédant alors l’apparence d’un Streptococcus constitué par les 4-6 spores ovoïdes qui ont pris naissance dans le bacille. Pour le distinguer au milieu des substances avec lesquelles on le rencontre (mucus, albumine, leucocytes, granulations graisseuses, globules sanguins, poussières abandonnées par l’air, Leptothrix buccalis), on prend une parcelle de crachat, on l’étale par pression entre deux lamelles qu’on sépare en les faisant glisser l’une sur l’autre; onia laisse sécher à l’air et on la passe dans la flamme de la lampe à alcool, après quoi on fait nager les lamelles pendant une demi-journée au moins à la surface du bain colorant concentré au violet de méthyle B ou à la fuchsine, placé dans un endroit chaud; après ce temps, on lave les préparations avec de l’acide nitrique étendu de trois fois son poids d’eau dont l’action ne doit pas durer plus d’une demi-minute ; on termine par un lavage à l’alcool (1). On peut observer alors la préparation montée dans l’eau ; il vaut mieux la traiter par l’essence de girolles et la monter dans le baume. En raison de l’indice de réfraction très élevé de cette matière, M. Brun lui préfère les huiles de colza et de ricin et surtout un liquide composé de : glycérine 10; glucose du commerce 40; alcool camphré 10; eau 140. II recommande aussi de neutraliser complètement l’acide nitrique par un lavage dans l’eau chargée d’huile d’aniline, on évite ainsi la décoloration qui sé produit toujours dans les préparations privées incomplètement d’acide.

Nous chercherons des formes nouvelles chez le Leptothrix buccalis qui vit sur la muqueuse buccale d’où il descend, paraît-il, jusque dans l’intérieur des poumons. Mais, pour l’obtenir sûrement, on grattera avec la pointe d’un scalpel la face linguale des dents de façon à en détacher un peu de tartre dentaire, ou encore, on fouillera avec l’aiguille à cataracte la cavité d’une dent cariée (dont on l’accuse d’ètre le désorganisateur) et dans tous les cas

(1) Ces deux lavages peuvent se confondre en faisant usage d’alcool absolu additionné d’un centième d’acide nilri(iue.

TECHNIQUE SPÉCIALE

on dissociera le produit sur une lame dans une goutte de salive. Le Leptothrix apparaîtra sous forme de filaments grêles souvent réunis en touffes (fig. 21, XXXII), mêlés à des cellules épithéliales, des leucocytes, des granulations calcaires etgraisseuses, desdébris d’aliments, du mucuset silamatière provient d’une dent cariée, des prismes de l’émail, généralement brisés. Ces filaments sont immobiles, leur longueur et leur largeur sont variables, car ils se divisent facilement en articles bactéri- ou bacciliformes, et si le diamètre transversal de quelques-uns atteint dp-, beaucoup se présentent avec des dimensions moindres de moitié. Les articles qui composent ces filaments sont aussi inégaux et on en rencontre quelques-uns dans chaque filament qui présentent avec l’iode la réaction de la granulose. Entre les filaments se trouvent de petites zooglœes irrégulières formées par un Micrococcus très petit que le traitement par l’iode met plus facilement en évidence. En délayant la masse dans l’eau, on met en liberté : 1° des filaments d’une extrême ténuité, contournés en un tire-bouchon présentant de 3 à G tours de spire et de 10 à 20 [x de longueur, que l’on avait baptisés Spirochæte dentiiim ; 2° un Bacterium en virgule qui se meut de mouvements vifs et brusques. Les recherches récentes tendent à prouver que ces quatre microbes ne sont autre chose que le Leptotbrix à des états différents, fait que rend fort probable la constitution hétérogène des filaments qui présentent le faciès classique de ces végétaux.

Les mares à eau croupissante, celles qui renferment des oscillaires, les vases dans lesquels on laisse pourrir des algues filamenteuses (Spirogyra, Conferva, Vaucberia), des fragments d’écorces recouvertes de Protococcus vh'idis^ contiendront presque toujours de beaux exemplaires du Spirochæte plicatilis, constitué par des filaments très fins de 110 à 120 [/. de longueur formés par des éléments arqués et onduleux qui donnent à la spire générale un aspect fort tourmenté; ils se vissent dans le liquide avec une très grande rapidité, mais leurs mouvements alternent avec des périodes de repos.

Ayant fait ainsi certainement connaissance avec les principales formes des Schizopbytes, nous passerons à un sujet nouveau, l’étude des tissus

animaux.

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